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REVISION ACTUALIZADA DEL VIRUS DE LA HEPATITIS E
(especial para SIIC © Derechos reservados)
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ceu.jpg perezgracia9.jpg Autor:
María Teresa Pérez Gracia
Columnista Experto de SIIC

Institución:
Universidad CEU Cardenal Herrera

Artículos publicados por María Teresa Pérez Gracia 

Recepción del artículo: 10 de mayo, 2006

Aprobación: 26 de julio, 2006

Primera edición: 7 de junio, 2021

Segunda edición, ampliada y corregida 7 de junio, 2021

Conclusión breve
La consideración de la hepatitis E en los países desarrollados como una zoonosis supone un giro conceptual que hace necesario revisar esta entidad desde una perspectiva distinta.

Resumen

La hepatitis E ha sido considerada desde su primera descripción como una enfermedad con un patrón epidemiológico vinculado con el consumo de agua y alimentos contaminados, de modo similar a la hepatitis A, y con una prevalencia superior en zonas geográficas con condiciones sociosanitarias deficientes. La introducción de técnicas moleculares aportó los datos necesarios para demostrar que en los países desarrollados la infección por el virus de la hepatitis E es frecuente, tiene carácter autóctono y un patrón epidemiológico distinto, asociada al contacto con animales domésticos, especialmente el cerdo. La consideración de la hepatitis E en los países desarrollados como una zoonosis supone un giro conceptual interesante que hace necesario revisar esta entidad clínica desde una perspectiva distinta de la que se venía utilizando. Esta revisión resume el conocimiento actual en la biología, la estructura y la transmisión del virus, así como el diagnóstico de la infección, y describe el estado actual en áreas con una incidencia baja de hepatitis aguda E y el papel de los animales como vectores potenciales del virus.

Palabras clave
hepatitis E, virus hepatitis E, zoonosis

Clasificación en siicsalud
Artículos originales> Expertos del Mundo>
página www.siicsalud.com/des/expertos.php/82006

Especialidades
Principal: Infectología
Relacionadas: BioquímicaDiagnóstico por LaboratorioEpidemiologíaGastroenterologíaInmunologíaMedicina InternaSalud Pública

Enviar correspondencia a:
María Teresa Pérez Gracia, Universidad CEU Cardenal Herrera, 46113, Moncada, España

Patrocinio y reconocimiento
Este trabajo ha sido posible gracias a los proyectos financiados por la Generalitat Valenciana (GV05/132), Escuela Valenciana para Estudios de la Salud (Consellería de Sanidad, 053/2005) y la Universidad Cardenal Herrera CEU (PRUCH 04/8 y PRUCH 06/21).

Update on Information Regarding Hepatitis E Virus

Abstract
Hepatitis E infection has been considered from its first description as a disease with an epidemiologic pattern related to the consumption of waste water and contaminated food, similarly to hepatitis A infection. Hepatitis E prevalence is higher in poor sanitary conditioned areas. The use of molecular techniques has contributed to obtain valuable information about the epidemiology of hepatitis E in developed countries. In these areas, hepatitis E virus infection shows a different pattern, and it has been linked to the contact with domestic animals, especially pigs. The role of hepatitis E in industrialized countries as a possible zoonosis implies a new and interesting approach of this disease. This review summarizes the current knowledge of the biology, structure and transmission of the virus as well as the diagnosis of the infection. Additionally, this review describes the current status of HE infection in areas with a low incidence of acute hepatitis E and the role of animals as potential reservoirs for HEV.


Key words
hepatitis E, hepatitis E virus, zoonosis

REVISION ACTUALIZADA DEL VIRUS DE LA HEPATITIS E

(especial para SIIC © Derechos reservados)

Artículo completo
Introducción

La hepatitis E es una infección viral definida epidemiológicamente como de transmisión entérica, de forma similar a como ocurre con la hepatitis A. Este concepto se apoya en los estudios realizados en países donde esta enfermedad se desarrolla en forma de brotes epidémicos, a veces muy importantes, y se relaciona de forma sistemática con la existencia de condiciones higiénicas y sanitarias deficientes. Los países desarrollados parecían estar al margen de esta infección, con la excepción de los casos que, de forma esporádica, se describían en personas procedentes de regiones endémicas. Así, se consideraba como una de tantas enfermedades ligadas a la pobreza de países tropicales y subtropicales. La utilización combinada de técnicas serológicas y moleculares permitió comprobar una incidencia y prevalencia muy superiores a las previstas en los países desarrollados, encontrando su justificación en la existencia de un reservorio zoonótico entre los animales domésticos. De este modo se demostró la infección del ganado porcino y su relación con los casos en humanos. El motivo de esta revisión está fundamentado en describir nuevos avances en el conocimiento del virus y de la enfermedad que pueden tener una trascendencia notable desde el punto de vista epidemiológico y sanitario.


Partícula viral

El virus de la hepatitis E (VHE) es un virus con simetría icosaédrica, no envuelto y de aproximadamente 27-34 nm de diámetro.1-5 La partícula viral tiene un coeficiente de sedimentación de 183S y una densidad de flotación de 1.29 g/ml. El genoma está constituido por ARN monocatenario de polaridad positiva con un tamaño de 7.2 Kb y con 3 regiones de lectura abierta (ORF)1 (Figura 1). El ORF1 tiene un tamaño de 5 Kb (5 079 pb), está localizado en la región 5´ y codifica la poliproteína no estructural (nsP) que incluye una metiltransferasa, una proteína similar a la papaína, una helicasa y una ARN-polimerasa dependiente de ARN. Además tiene unas regiones denominadas dominios X e Y, las cuales tienen una función desconocida hasta el momento. El ORF2, que se extiende desde el nucleótido 5147 hasta el 7127, presenta un tamaño de 2 kb (1 980 pb), está localizado en el extremo 3´ y codifica la proteína mayor de la cápside viral, de 660 aminoácidos. Se localizaron puntos de glucosilación aunque la función de la proteína glucosilada se desconoce.6 Finalmente, el ORF3 es la región más pequeña, con un tamaño de 369 pb, y está localizado entre los nucleótidos 5106 y 5475, donde se solapa con los ORF1 y ORF2.7 Este fragmento codifica una fosfoproteína inmunogénica de 123 aminoácidos, asociada con el citoesqueleto celular, de función desconocida.8 Los tres ORF se expresan durante la infección viral ya que se encontraron anticuerpos contra ellos en humanos infectados y en animales infectados experimentalmente.5,9 El ARN también presenta dos regiones cortas que no se traducen (UTR) una en el extremo 5´y otra en el 3´de 26 y 68 nucleótidos, respectivamente.10







Clasificación y filogenia del VHE

En un principio, sobre la base de su similitud morfológica con el agente de Norwalk, se incluyó en la familia Caliciviridae como un género separado; sin embargo, los genomas de ambos virus son diferentes. El análisis de las regiones de la ARN helicasa (Hel), de la ARN polimerasa dependiente de ARN (RdRp) y de otros virus ARN de polaridad positiva muestra que el VHE forma un grupo distinto filogenéticamente, más parecido al virus de la rubéola (Familia Togaviridae) que a los miembros de la familia Caliciviridae. Más tarde se lo clasificó en una familia diferente, denominada virus HEV-like.11,12 Actualmente, según las últimas recomendaciones del Comité Internacional de Taxonomía Viral, el VHE se clasifica en una nueva familia denominada Hepeviridae y en el género Hepevirus.13

Aunque sólo se ha reconocido un serotipo, se observa una gran diversidad genética entre los diferentes aislamientos del VHE. Recientes publicaciones han propuesto varias clasificaciones en genotipos y subtipos de estos aislamientos.14 Se realizaron comparaciones filogenéticas y análisis de las secuencias nucleotídicas de las regiones estructurales y no estructurales y hasta la fecha se han propuesto varias clasificaciones,14-21 pero la más aceptada es aquella que clasifica el VHE en 4 genotipos diferentes22 (Figura 2). El genotipo 1 está representado por el prototipo aislado en Burma y las cepas relacionadas de Asia y Africa. El genotipo 2 incluye al prototipo “mexicano” y varias cepas aisladas en Nigeria y Chad. En el genotipo 3 se engloban cepas aisladas en Argentina, Australia, Canadá, Estados Unidos, Europa (Austria, España, Francia, Grecia, Holanda, Inglaterra) y Nueva Zelanda. El genotipo 4 está formado por cepas aisladas en China, India, Japón, Taiwán y Vietnam. Los casos de hepatitis E epidémica en Asia y Africa fueron producidos por el genotipo 1, y por el genotipo 2 en México, Namibia y Nigeria. Mientras que los casos aislados de hepatitis E descritos en Argentina, China, Estados Unidos, Europa y Japón pertenecen a los genotipos 3 y 4.14,16-18,23-28


Figura 2

Según recientes estudios derivados de los análisis filogenéticos de diversos aislamientos del VHE, estos cuatro genotipos mayores estarían a su vez divididos en diferentes subtipos.29 Así, el genotipo 1 se ha dividido en cinco subtipos, el genotipo 2 en dos subtipos, mientras que los genotipos 3 y 4 contendrían aislamientos con un amplio grado de diversidad y se dividen en diez y siete subtipos, respectivamente (Tabla 1). Los genotipos 1 y 2 se relacionan con todos los casos epidémicos, mientras que los genotipos 3 y 4 han sido aislados no sólo en humanos sino también en animales, por lo que se cree que tienen naturaleza zoonótica. Existen asimismo muchas más diferencias entre los subtipos que forman parte de los genotipos 3 y 4 (12.1%-19.8%) que entre los subtipos de los genotipos 1 y 2 (6.2%-13.45%). Estas divergencias entre genotipos pueden deberse a las diferentes vías de transmisión: los genotipos 1 y 2 producen hepatitis epidémicas como resultado de una eficiente vía de transmisión a través de la ruta fecal-oral, normalmente a través de agua contaminada o por alimentos.30 Los patrones de transmisión similares pueden haber producido grados de divergencia genética parecidos. Sin embargo, los subtipos de los genotipos 3 y 4 del VHE se mantienen principalmente entre diversas especies animales y sólo ocasionalmente infectan al ser humano, normalmente debido a la ineficiente transmisión interespecies de estas variantes. Una posible explicación de esto sería la circulación del VHE desde hace tiempo en diferentes regiones geográficas y la independiente evolución del virus dependiendo de la especie que ha infectado. De hecho, los aislamientos clasificados dentro de los genotipos 3 y 4 son muy diversos y tienen distribuciones geográficas distintas.29


Tabla 1

Replicación y expresión del genoma del VHE

Se ha propuesto un modelo general de replicación y expresión génica del VHE basado en las similitudes y en la homología de secuencias con otros virus ARN de polaridad positiva perfectamente caracterizados.31 El proceso sería el siguiente: una vez que el virus penetra en la célula permisiva, el ARN viral se traduce en el citoplasma de las células infectadas produciendo la poliproteína no estructural (nsP) codificada por el ORF1. Esta poliproteína contiene la replicasa viral que estaría implicada en la síntesis de intermediarios replicativos de polaridad negativa a partir de la cadena genómica positiva. Estos intermediarios, en analogía con los alphavirus, actúan como molde para la síntesis de copias adicionales de las cadenas genómicas así como de cadenas positivas subgenómicas. Esas cadenas subgenómicas de ARN-VHE pueden ser traducidas en proteínas estructurales en los estadios tardíos de la replicación viral. Las proteínas estructurales que forman la cápside engloban una copia del genoma viral para formar una partícula viral.


Epidemiología

La hepatitis E se ha considerado tradicionalmente, junto a la hepatitis A, como una de las hepatitis de transmisión fecal-oral a través del agua. Con este patrón epidemiológico se reconoce en los países en vías de desarrollo, donde puede ocasionar epidemias, a veces muy importantes, relacionadas con el consumo de agua contaminada. Sin embargo, el concepto de la enfermedad en los países templados y desarrollados está cambiando, de ser considerada como una patología importada de regiones endémicas, preferentemente por viajeros a estas regiones, se la define como una infección que tiene un reservorio animal y un nivel de incidencia mucho más elevado de lo que podría parecer por el número de casos sintomáticos.

La infección por el VHE es endémica en el centro y sudeste de Asia. Se produjeron varias epidemias de hepatitis E en Oriente medio, norte y oeste de Africa y en América del Norte (México).32 En el resto del mundo, la infección por el VHE se considera poco frecuente y se describe como restringida a personas que han viajado a zonas donde la enfermedad es endémica. Las epidemias de hepatitis E son de larga duración, afectan desde cientos a miles de personas y varían desde brotes agudos a epidemias prolongadas que pueden durar hasta más de un año.33,34 Durante estas epidemias, la proporción de población afectada varía entre un 1% y un 15%, son más frecuentes los casos entre los adultos (3%-30%) que en niños (0.25% al 10%).34,35 Estas cifras pueden indicar que los niños presentan con mayor frecuencia infecciones anictéricas, subclínicas o ambas. En cuanto al sexo, los varones están más frecuentemente afectados. Las epidemias descritas presentaron una alta proporción de mortalidad entre las embarazadas (alrededor del 25%).34,36

La vía fecal-oral es el modelo predominante de transmisión de la infección epidémica por el VHE. La mayoría de las epidemias ocurridas se relacionaron con el consumo de aguas contaminadas con materia fecal.34,37,38 Frecuentemente las epidemias van precedidas de fuertes lluvias e inundaciones que contaminan las fuentes de agua para consumo.37 Durante las epidemias de hepatitis E, la transmisión de persona a persona del VHE es poco frecuente.39-41 De hecho, la proporción de casos de hepatitis E en miembros de una misma familia es del 0.7% al 2.2%, a diferencia de lo que ocurre con el VHA, que es del 50% al 75%. Incluso cuando se presentan múltiples casos entre miembros de una misma familia, casi siempre están relacionados con una fuente común de agua contaminada más que con una diseminación de persona a persona.34,37 Las diferencias en los patrones de transmisión del VHA y del VHE parecen estar relacionadas con los diferentes títulos virales en las heces de las personas infectadas y con el reservorio.42

La hepatitis E esporádica se observa en países donde no se han producido epidemias.43-47 En estas regiones, la enfermedad representa alrededor del 1% de los casos informados de hepatitis viral aguda y se asocia con viajes a zonas endémicas,48 aunque cada vez son más frecuentes los casos que no tienen historia de viajes.49-56

Recientes datos sugieren que la hepatitis E es una zoonosis.57,58 En países industrializados, donde la hepatitis E no es endémica, se ha detectado una población con anticuerpos anti-VHE.54,59-62 Esto condujo a establecer la hipótesis de la existencia de uno o varios reservorios animales para el VHE.63,64 El aislamiento del virus de la hepatitis E en ganado porcino de Estados Unidos y su estrecha relación genética con otras cepas aisladas en humanos del mismo país65,66 permiten reforzar esta hipótesis. En España, nuestro equipo detectó67-69 el VHE en heces o en suero del 23.6% de los cerdos estudiados hasta el momento (37 de 157). De las 21 granjas porcinas estudiadas, ocho (38.1%) mostraron algún animal ARN-VHE positivo en heces. Atendiendo a la presencia del virus en la fosa de purines y en el bebedero, se detectó el VHE en 8 (50%) fosas de purines de las 16 granjas muestreadas y en un bebedero (6.25%).70-72 El hallazgo de un 50% de las granjas estudiadas cuyas fosa de purines dieron positivo para el virus genera preocupación debido a la posible utilización de dichos purines como fertilizantes. Además, mediante la lixiviación por lluvias se podría producir la contaminación de acuíferos, pudiendo alcanzar, en último lugar a la población humana, con el consiguiente problema de salud pública que ello supone. Asimismo, realizamos el estudio de anticuerpos contra el VHE en 179 individuos que se clasificaron en dos grupos según el grado de exposición al ganado porcino. El grupo de expuestos estaba compuesto por 83 personas, entre las cuales se incluyeron veterinarios, controladores de granjas, profesores y estudiantes que habían tenido contacto con cerdos.73-75 El grupo de no expuestos estaba formado por 96 personas donantes voluntarias. De un total de 179 individuos que componen este estudio, se identificaron anti-VHE de tipo IgG en 15, lo que representa una prevalencia del 8.4%. Teniendo en cuenta el grado de exposición a cerdos, los anti-VHE IgG fueron detectados en 11 individuos expuestos (13.3%) y en 4 del grupo de no expuestos (4.2%) (p < 0.05). En cuanto a los anti-VHE de tipo IgM no se detectaron en ningún individuo.

En este orden, también Pina y col.76 realizaron la identificación genética de aislamientos del VHE en suero de pacientes y aguas residuales procedentes de mataderos, encontrando un alto grado de homología en la secuencia nucleotídica entre ambas cepas.

Otros estudios detectaron anticuerpos contra al VHE en cerdos procedentes de países en vías de desarrollo como Nepal77,78 y Tailandia,79 y en países industrializados como EE.UU.,65 Canadá, Corea,22 Taiwán,80 Australia81 y Nueva Zelanda.82 También se detectaron anticuerpos anti-VHE en otros animales como ratas,83-85 perros, ovejas, cabras y vacas.78 Estos datos serológicos sugieren que ciertas especies animales están expuestas al VHE (o a un agente relacionado) aunque no se conozcan en profundidad los detalles epidemiológicos de la infección.

La explicación a la variabilidad genética detectada en el VHE puede deberse a que este virus sea de origen animal. Una hipótesis que se baraja es que los animales domésticos o de granja posean sus propias variantes de VHE genéticamente distintas siendo enzoóticas en cada una de las especies animales dentro de la misma zona geográfica. Ocasionalmente, estos VHE animales pueden infectar al hombre por contacto con animales infectados y causar casos esporádicos de hepatitis E aguda, ya que son virus que no están tan bien adaptados a la replicación en el hombre como las variantes endémicas o epidémicas. Si esta hipótesis es correcta, las áreas geográficas y las especies animales a partir de las cuales proviene el virus, determinarán el genotipo presente en los casos esporádicos de hepatitis E aguda. Esto será importante para comprobar si hay diferencias fundamentales en el rango del huésped o en la patogenia entre las variantes de VHE humanas que circulan de forma epidémica o endémica y las variantes animales enzoóticas.

Se demostró experimentalmente que el VHE puede atravesar la barrera de la especie. Así, se infectadron primates con el VHE porcino, y cerdos, corderos y ratas con el VHE humano.66,87,88 Los cerdos inoculados con el aislamiento del VHE humano americano rápidamente fueron virémicos y seroconvirtieron, lo que sugiere que esta variante está perfectamente adaptada en el cerdo y quizá su origen sea realmente porcino.

Todos estos estudios que demuestran que el VHE es capaz de atravesar la barrera interespecie sugieren que la infección por este virus constituye un importante problema en salud pública, en el que se ven implicadas aquellas personas que trabajan con cerdos y que presentarían un alto riesgo de padecer la infección por el VHE. De hecho, se publicaron diferentes estudios en los que se demuestra una elevada prevalencia de anticuerpos anti-VHE en personas que tenían una exposición ocupacional a los cerdos.73,89-91

Si se confirma la posibilidad de que el VHE se transmita del cerdo al hombre, la utilización de tejidos y órganos animales como xenotrasplante puede ser un problema a tener en cuenta y se debería considerar a este virus como un agente xenogénico potencial.91


Diagnóstico de laboratorio

Las pruebas de laboratorio utilizadas para el diagnóstico de la infección por VHE incluyen técnicas moleculares e inmunomicroscopia electrónica que detectan el virus en heces o en suero, y pruebas serológicas para la identificación de anticuerpos anti-VHE de clase IgM e IgG. El ARN del VHE se detecta en heces mediante RT-PCR,93-95 una semana antes del inicio de la enfermedad, persistiendo durante 2 semanas después,96 aunque en algunos casos se ha detectado 52 días después del inicio de la enfermedad.97 Asimismo, diversos autores han puesto a punto varias RT-PCR en tiempo real para determinar y cuantificar el ARN-VHE tanto en muestras de heces,98 como en suero,99 que permiten acortar el tiempo de la técnica (3 horas) y además presentan una elevada sensibilidad (10 moléculas de ADNc/PCR).

El ARN-VHE se ha encontrado en el suero en todos los pacientes en las primeras 2 semanas después del inicio de la enfermedad,100 el rango de positividad es de 4 a 16 semanas.97,101

La detección de partículas virales en heces por inmunomicroscopia electrónica es muy laboriosa y poco sensible, por lo que no se utiliza en el diagnóstico rutinario debido a su escasa eficacia.102,103 El Ag-VHE se ha detectado en tejido hepático sólo en estudios experimentales en primates.104 El diagnóstico serológico de la infección por VHE suele realizarse mediante enzimoinmunoensayo (ELISA).105-107 Los antígenos utilizados en estos ensayos son proteínas recombinantes o péptidos sintéticos del VHE que se corresponden con epítopes inmunodominantes de proteínas estructurales del VHE (ORF2 y ORF3) correspondientes a las cepas Burma y México.108

Durante la infección aguda por el VHE, los anticuerpos de clase IgM preceden a las IgG por unos pocos días, aparecen en el inicio de la enfermedad clínica y disminuyen hasta desaparecer transcurridos 4-5 meses. La respuesta IgG aparece después de las IgM y su título se va incrementando desde la fase aguda hasta la fase de convalecencia, pudiendo permanecer elevadas hasta 4 años y medio después de la fase aguda de la enfermedad.109,110 Por ello la determinación de los anticuerpos de clase IgM111 es útil para el diagnóstico de la infección aguda, mientras que la presencia de IgG indica infección por el VHE, pero no implica que ésta sea reciente.

En países desarrollados de Europa y Norteamérica, entre el 1% y el 5% de la población presenta anticuerpos anti-VHE.51,110,112,113 Esta elevada prevalencia no se corresponde con la baja tasa de incidencia de hepatitis E en estas zonas. Sin embargo, en un estudio reciente en el que se utilizaron dos pruebas serológicas diferentes para estimar la prevalencia de anti-VHE, se observó una concordancia entre estas dos pruebas de sólo un 27%.59 Por tanto, no está claro si la serorreactividad en áreas no endémicas refleja infecciones VHE subclínicas o anictéricas, reacción cruzada con otros agentes, falsos positivos, o una combinación de todos estos factores. Es posible también que esa elevada prevalencia de anticuerpos anti-VHE entre individuos sanos en los EE.UU. se relacione con una infección subclínica por la variante VHE porcina.

Diversos métodos de EIA empleados en el diagnóstico de rutina han sido comparados utilizando un panel de muestras séricas codificadas.114 Este estudio demostró que la sensibilidad variaba enormemente (entre 17% y 100%) y la concordancia entre las muestras que eran positivas variaba desde 0 a 89% (media del 32%). Los antígenos utilizados eran péptidos sintéticos o proteínas recombinantes del VHE que diferían en longitud, en la región del genoma que las codifica y en la variante de la cadena de VHE con la que se corresponde. Este estudio concluye indicando que los EIA para la detección de anticuerpos anti-VHE son válidos cuando se aplican en pacientes con hepatitis aguda, sobre todo en áreas endémicas, mientras que es cuestionable la utilización de estas pruebas en estudios de seroprevalencia.


Conclusiones

En los últimos años se generaron importantes avances en el conocimiento de la infección por el virus de la hepatitis E que permitieron abrir nuevas perspectivas en el concepto de la enfermedad y que deben repercutir sobre los mecanismos de prevención y control. Frente a la hepatitis E de naturaleza endémica, ligada en ciertos países a condiciones de insalubridad y pobreza (genotipos 1 y 2), se abre la necesidad de delimitar el hallazgo que supone encontrar esta infección en países caracterizados por su alto nivel de desarrollo social y sanitario (genotipos 3 y 4). La detección de un reservorio zoonótico en animales estrechamente relacionados con el hombre, especialmente el ganado porcino, precisa definir su importancia en la epidemiología de la enfermedad. Los avances en las tecnologías moleculares permiten estudiar filogenéticamente las características genotípicas de las cepas aisladas, posibilitando su comparación según su procedencia geográfica y el huésped del cual han sido obtenidas. De este modo podemos observar cómo las cepas pueden mantener una agrupación geográfica bastante definida, sin ser tan discriminativa la especie del huésped. Por ejemplo, las cepas de VHE aisladas en países como España y Estados Unidos son muy semejantes entre sí, al margen de haber sido aisladas en humanos o en cerdos y, lo que es aun más interesante, existe una mayor frecuencia de aislamiento en humanos relacionados con cerdos. Esta posibilidad de traspasar la frontera de especie por parte del virus implica el reconocimiento de la hepatitis E como una zoonosis de interés sanitario evidente.

En los próximos años será preciso estudiar en profundidad la capacidad adaptativa del virus al hombre y su potencial transmisibilidad desde el reservorio animal. Los métodos de prevención de la enfermedad no deben quedar limitados a un incremento en las medidas de control sanitario de aguas y se tendrán que instaurar acciones específicas sobre el reservorio animal. La vacunación podría ser una medida eficaz en el control de esta enfermedad pero sería necesario que los ensayos experimentales tuvieran resultado positivo.



Bibliografía del artículo
1. Tam AW, Smith MM, Guerra ME et al. Hepatitis E virus (HEV): molecular cloning and sequencing of the full- length viral genome. Virology 185:120-31, 1991.
2. Huang CC, Nguyen D, Fernández J et al. Molecular cloning and sequencing of the Mexico isolate of hepatitis E virus (HEV). Virology 191:550-58, 1992.
3. Tsarev SA, Emerson SU, Reyes GR et al. Characterization of a prototype strain of hepatitis E virus. Proc Natl Acad Sci USA 89:559-63, 1992.
4. Aye TT, Uchida T, Ma XZ et al. Complete nucleotide sequence of a hepatitis E virus isolated from the Xinjiang epidemic (1986-1988) of China. Nucleic Acids Res 20:3512, 1992.
5. Panda SK, Nanda SK, Zafrullah M, Ansari IH, Ozdener MH, Jameel S. An Indian strain of hepatitis E virus (HEV): cloning, sequence, and expression of structural region and antibody responses in sera from individuals from an area of high-level HEV endemicity. J Clin Microbiol 33:2653-59, 1995.
6. Zafrullah M, Ozdener MH, Kumar R, Panda SK, Jameel S. Mutational analysis of glycosylation, membrane translocation, and cell surface expression of the hepatitis E virus ORF2 protein. J Virol 73(5):4074-4082, 1999.
7. Yarbough PO, Tam AW, Fry KE, Krawczynski K, McCaustland KA, Bradley DW et al. Hepatitis E virus: identification of type-common epitopes. J Virol 65(11):5790-5797, 1991.
8. Zafrullah M, Ozdener MH, Panda SK, Jameel S. The ORF3 protein of hepatitis E virus is a phosphoprotein that associates with the cytoskeleton. J Virol 71(12):9045-9053, 1997.
9. Khudyakov YE, Favorov MO, Khudyakova NS et al. Artificial mosaic protein containing antigenic epitopes of hepatitis E virus. J Virol 68:7067-74, 1994.
10. Tam AW, White R, Reed E et al. In vitro propagation and production of hepatitis E virus from in vivo- infected primary macaque hepatocytes. Virology 215:1-9, 1996.
11. Green KY, Ando T, Balayan MS et al. Taxonomy of the caliciviruses. J Infect Dis 181(Suppl 2):S322-S330, 2000.
12. Berke T, Matson DO. Reclassification of the Caliciviridae into distinct genera and exclusion of hepatitis E virus from the family on the basis of comparative phylogenetic analysis. Arch Virol 145:1421-36, 2000.
13. Mayo MA. Changes to virus taxonomy 2004. Arch Virol 105:189-198, 2005.
14. Schlauder GG, Mushahwar IK. Genetic heterogeneity of hepatitis E virus. J Med Virol 65:282-92, 2001.
15. Erker JC, Desai SM, Schlauder GG, Dawson GJ, Mushahwar IK. A hepatitis E virus variant from the United States: molecular characterization and transmission in cynomolgus macaques. J Gen Virol 80(Pt 3):681-90, 1999.
16. Schlauder GG, Mushahwar IK. Genetic heterogeneity of hepatitis E virus. J Med Virol 65(2):282-92, 2001.
17. Schlauder GG, Frider B, Sookoian S, Castano GC, Mushahwar IK. Identification of 2 novel isolates of hepatitis E virus in Argentina. J Infect Dis 182(1):294-7, 2000.
18. Schlauder GG, Desai SM, Zanetti AR, Tassopoulos NC, Mushahwar IK. Novel hepatitis E virus (HEV) isolates from Europe: evidence for additional genotypes of HEV. J Med Virol 57(3):243-51, 1999.
19. Tsarev SA, Binn LN, Gomatos PJ et al. Phylogenetic analysis of hepatitis E virus isolates from Egypt. J Med Virol 57(1):68-74, 1999.
20. Van Cuyck-Gandre H, Zhang HY, Tsarev SA et al. Short report: phylogenetically distinct hepatitis E viruses in Pakistan. Am J Trop Med Hyg 62(2):187-9, 2000.
21. Gouvea V, Hoke CH Jr, Innis BL. Genotyping of hepatitis E virus in clinical specimens by restriction endonuclease analysis. J Virol Methods 70(1):71-8, 1998.
22. Wang YC, Zhang HY, Xia NS et al. Prevalence, isolation, and partial sequence analysis of hepatitis E virus from domestic animals in China. J Med Virol 67:516-21, 2002.
23. Wang Y, Zhang H, Ling R, Li H, Harrison TJ. The complete sequence of hepatitis E virus genotype 4 reveals an alternative strategy for translation of open reading frames 2 and 3. J Gen Virol 81:1675-1686, 2000.
24. Hsieh SY, Meng XJ, Wu YH et al. Identity of a novel swine hepatitis E virus in Taiwan forming a monophyletic group with Taiwan isolates of human hepatitis E virus. J Clin Microbiol 37:3828-2834, 1999.
25. Schlauder GG, Dawson GJ, Erker JC et al. The sequence and phylogenetic analysis of a novel hepatitis e virus isolated from a patient with acute hepatitis reported in the United States. J Gen Virol 79:447-456, 1998.
26. Wang Y, Levine DF, Bendall RP, Teo CG. Harrison TJ. Partial sequence analysis of indigenous hepatitis E virus isolated in the United Kingdom. J Med Virol 65:706-709, 2001.
27. Worm HC, Schlauder GG, Wurzer H, Mushahwar IK. Identification of a novel variant of hepatitis E virus in Austria: sequence, phylogenetic and serological analysis. J Gen Virol 81:2885-2890, 2000.
28. Zanetti AR, Schlauder GG, Romano L et al. Identifictaion of a novel variant of hepatitis E virus in Italy. J Med Virol 57:356-360, 1999.
29. Lu L, Li C, Hagedorn CH. Phylogenetic analysis of global hepatitis E virus sequences: genetic diversity, subtypes and zoonosis. Rev Med Virol 2005.
30. Emerson SU, Purcell RH. Hepatitis E virus. Rev Med Virol 13:145-154, 2003.
31. Reyes GR, Huang CC, Tam AW, Purdy MA. Molecular organization and replication of hepatitis E virus (HEV). Arch Virol Suppl 7:15-25, 1993.
32. Krawczynski K. Hepatitis E. Hepatology 17:932-41, 1993.
33. Li TC, Yamakawa Y, Suzuki K et al. Expression and self-assembly of empty virus-like particles of hepatitis E virus. J Virol 71:7207-13, 1997.
34. Naik SR, Aggarwal R, Salunke PN, Mehrotra NN. A large waterborne viral hepatitis E epidemic in Kanpur, India. Bull World Health Organ 70:597-604, 1992.
35. Tsega E, Hansson BG, Krawczynski K, Nordenfelt E. Acute sporadic viral hepatitis in Ethiopia: causes, risk factors, and effects on pregnancy. Clin Infect Dis 14:961-65, 1992.
36. Kumar RM, Uduman S, Rana S, Kochiyil JK, Usmani A, Thomas L. Sero-prevalence and mother-to-infant transmission of hepatitis E virus among pregnant women in the United Arab Emirates. Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol 100:9-15, 2001.
37. Bile K, Isse A, Mohamud O et al. Contrasting roles of rivers and wells as sources of drinking water on attack and fatality rates in a hepatitis E epidemic in Somalia. Am J Trop Med Hyg 51:466-74, 1994.
38. Rab MA, Bile MK, Mubarik MM et al. Water-borne hepatitis E virus epidemic in Islamabad, Pakistan: a common source outbreak traced to the malfunction of a modern water treatment plant. Am J Trop Med Hyg 57:151-57, 1997.
39. Aggarwal R, Naik SR. Hepatitis E: intrafamilial transmission versus waterborne spread. J Hepatol 21:718-23, 1994.
40. Arankalle VA, Chadha MS, Mehendale SM, Tungatkar SP. Epidemic hepatitis E: serological evidence for lack of intrafamilial spread. Indian J Gastroenterol 19:24-28, 2000.
41. Singh V, Singh V, Raje M, Nain CK, Singh K. Routes of transmission in the hepatitis E epidemic of Saharanpur. Trop Gastroenterol 19:107-09, 1998.
42. Murhekar MV, Sehgal SC, Murhekar KM, Padbhidri SP, Chitambar SD, Arankalle VA. Changing scenario of hepatitis A virus and hepatitis E virus exposure among the primitive tribes of Andaman and Nicobar Islands, India over the 10-year period 1989-99. J Viral Hepat 9:315-21, 2002.
43. Coursaget P, Depril N, Yenen OS, Cavuslu S, Badur S. Hepatitis E virus infection in Turkey. Lancet 342:810-11, 1993.
44. el Zimaity DM, Hyams KC, Imam IZ et al. Acute sporadic hepatitis E in an Egyptian pediatric population. Am J Trop Med Hyg 48:372-76, 1993.
45. Lok AS, Kwan WK, Moeckli R et al. Seroepidemiological survey of hepatitis E in Hong Kong by recombinant- based enzyme immunoassays. Lancet 340:1205-08, 1992.
46. Goldsmith R, Yarbough PO, Reyes GR et al. Enzyme-linked immunosorbent assay for diagnosis of acute sporadic hepatitis E in Egyptian children. Lancet 339:328-31, 1992.
47. Pillot J, Lazizi Y, Diallo Y, Leguenno B. Frequent sporadic hepatitis E in west Africa evidenced by characterization of a virus-associated antigen in the stool. J Hepatol 15:420-21, 1992.
48. Skaug K, Hagen IJ, von der LB. Three cases of acute hepatitis E virus infection imported into Norway. Scand J Infect Dis 26:137-39, 1994.
49. Heath TC, Burrow JN, Currie BJ et al. Locally acquired hepatitis E in the Northern Territory of Australia. Med J Aust 162:318-19, 1995.
50. Sallie R, Silva AE, Purdy M et al. Hepatitis C and E in non-A non-B fulminant hepatic failure: a polymerase chain reaction and serological study. J Hepatol 20:580-88, 1994.
51. Zanetti AR, Dawson GJ. Hepatitis type E in Italy: a seroepidemiological survey. Study Group of Hepatitis E. J Med Virol 42:318-20, 1994.
52. Tassopoulos NC, Krawczynski K, Hatzakis A et al. Case report: role of hepatitis E virus in the etiology of community- acquired non-A, non-B hepatitis in Greece. J Med Virol 42:124-28, 1994.
53. Chapman BA, Burt MJ, Wilkinson ID, Schousboe MI. Community acquired viral hepatitis in New Zealand: a case of sporadic hepatitis E virus infection. Aust NZ J Med;23:722-23, 1993.
54. McCrudden R, O'Connell S, Farrant T, Beaton S, Iredale JP, Fine D. Sporadic acute hepatitis E in the United Kingdom: an underdiagnosed phenomenon? Gut 46:732-33, 2000.
55. Moreno García M, Fernández González F, Portus de Marco MV, Mera Pérez P. Hepatitis aguda E en España. Med Clin (Barc) 105(18):716, 1995.
56. Mansuy JM, Peron JM, Bureau C, Alric L, Vinel JP, Izopet J. Immunologically silent autochtonous acute hepatitis E virus infection in France. J Clin Microbiol 42: 912-913, 2004.
57. Skidmore S. Overview of Hepatitis E Virus. Curr Infect Dis Rep 4:118-23, 2002.
58. Pérez Gracia MT, Rodríguez Iglesias M. Aspectos actuales del virus de la hepatitis E (VHE). Medicina Clínica 121:787-792, 2003.
59. Mast EE, Kuramoto IK, Favorov MO et al. Prevalence of and risk factors for antibody to hepatitis E virus seroreactivity among blood donors in Northern California. J Infect Dis 176:34-40, 1997.
60. Thomas DL, Yarbough PO, Vlahov D et al. Seroreactivity to hepatitis E virus in areas where the disease is not endemic. J Clin Microbiol 35:1244-47, 1997.
61. Waar K, Herremans MMPT, Vennema H, Koopmans MPG, Benne CA. Hepatitis E is a cause of unexplained hepatitis in The Netherlands. J Clin Virol 33:145-149, 2005.
62. Pérez Gracia MT, García Valdivia MS, Galán F, Rodríguez Iglesias M. Detection of hepatitis E Virus (HEV) isolated from human origin serum in southern Spain. Acta Virologica 48:197-200, 2004.
63. Piper-Jenks N, Horowitz HW, Schwartz E. Risk of hepatitis E infection to travelers. J Travel Med 7:194-99, 2000.
64. Rodríguez Iglesias M, Pérez Gracia MT. Nuevos conceptos sobre el virus de la hepatitis E y su importancia creciente en los países desarrollados. Enfermedades Emergentes 5(2):18-26, 2003.
65. Meng XJ, Purcell RH, Halbur PG et al. A novel virus in swine is closely related to the human hepatitis E virus. Proc Natl Acad Sci USA 94:9860-65, 1997.
66. Meng XJ, Halbur PG, Shapiro MS et al. Genetic and experimental evidence for cross-species infection by swine hepatitis E virus. J Virol 72:9714-21, 1998.
67. Pérez Gracia MT, García A, Vega S. Detection by reverse transcription-PCR of swine hepatitis E virus (HEV) from pigs of Spain. 6th International Congress of Veterinary Virology. Saint Malo (Francia), 2003.
68. Fernández Barredo S, Galiana C, García A, Vega S, Gómez MT, Pérez Gracia MT. Presence of swine hepatitis E virus in Valencian community (Spain). Second European Congress of Virology-Eurovirology. Madrid, 2004.
69. Pérez Gracia MT, Fernández Barredo S, Galiana C et al. Detection by reverse transcription-PCR of swine hepatitis E virus in Spain. 44th Interscience Conference on Antimicrobial Agents and Chemotherapy (ICAAC), Washington, DC (EEUU), 2004.
70. Fernández Barredo S, Galiana C, García A, Vega S, Gómez MT, Rodríguez Iglesias MA, Pérez Gracia MT. Spread of hepatitis E virus among different-aged pigs in Spain. 8th Annual Meeting of the European Society for Clinical Virology. Geneva (Switzerland), 2005.
71. Fernández Barredo S, Galiana C, Vega S, García A, Gómez MT, Pérez Gracia MT. Swine hepatitis E virus in Valencian community (Spain). 3rd Euromeeting Viral Zoonoses. Saint Raphael (France), 2005.
72. Fernández- Barredo S, Galiana C, García A, Vega S, Gómez MT, Pérez Gracia MT. Detection of hepatitis E virus shedding in feces of pigs at different stages of production using reverse transcription-polymerase chain reaction. J Vet Diagn Invest 18(5):462-5, 2006.
73. Galiana C, Fernández Barredo S, Vega S, García A, Gómez MT, Rodríguez Iglesias MA, Pérez Gracia MT. Hepatitis E virus (HEV) in persons who worked with swine in Spain. 8th Annual Meeting of the European Society for Clinical Virology. Geneva (Switzerland), 2005.
74. Galiana C, Fernández Barredo S, Vega S, García A, Gómez MT, Rodríguez Iglesias MA, Pérez Gracia MT. Analysis of partial sequences of hepatitis E virus isolated from human and swine origin In easthern Spain. 3rd Euromeeting Viral Zoonoses. Saint Raphael (France), 2005.
75. Galiana C, Fernández Barredo S, Vega S, García A, Gómez MT, Pérez Gracia MT. Prevalence of hepatitis E virus (HEV) in people in contact with swine and non exposed in Eastern Spain European Congress of Virology. Nürnberg, Germany, 2007.
76. Pina S, Buti M, Cotrina M, Piella J, Girones R. HEV identified in serum from humans with acute hepatitis and in sewage of animal origin in Spain. J Hepatol 33:826-33, 2000.
77. Clayson ET, Innis BL, Myint KS et al. Detection of hepatitis E virus infections among domestic swine in the Kathmandu Valley of Nepal. Am J Trop Med Hyg 53:228-32, 1995.
78. Meng XJ, Dea S, Engle RE et al. Prevalence of antibodies to the hepatitis E virus in pigs from countries where hepatitis E is common or is rare in the human population. J Med Virol 59:297-302, 1999.
79. Hsieh SY, Meng XJ, Wu YH et al. Identity of a novel swine hepatitis E virus in Taiwan forming a monophyletic group with Taiwan isolates of human hepatitis E virus. J Clin Microbiol 37:3828-34, 1999.
80. Wu JC, Chen CM, Chiang TY et al. Clinical and epidemiological implications of swine hepatitis E virus infection. J Med Virol 60:166-71, 2000.
81. Chandler JD, Riddell MA, Li F, Love RJ, Anderson DA. Serological evidence for swine hepatitis E virus infection in Australian pig herds. Vet Microbiol 68:95-105, 1999.
82. Garkavenko O, Obriadina A, Meng J et al. Detection and characterisation of swine hepatitis E virus in New Zealand. J Med Virol 65:525-29, 2001.
83. Kabrane-Lazizi Y, Fine JB, Elm J et al. Evidence for widespread infection of wild rats with hepatitis E virus in the United States. Am J Trop Med Hyg 61:331-35, 1999.
84. Haqshenas G, Huang FF, Fenaux M et al. The putative capsid protein of the newly identified avian hepatitis E virus shares antigenic epitopes with that of swine and human hepatitis E viruses and chicken big liver and spleen disease virus. J Gen Virol 83:2201-09, 2002.
85. Haqshenas G, Shivaprasad HL, Woolcock PR, Read DH, Meng XJ. Genetic identification and characterization of a novel virus related to human hepatitis E virus from chickens with hepatitis-splenomegaly syndrome in the United States. J Gen Virol 82:2449-62, 2001.
86. Arankalle VA, Joshi MV, Kulkarni AM et al. Prevalence of anti-hepatitis E virus antibodies in different Indian animal species. J Viral Hepat 8:223-27, 2001.
87. Usmanov RK, Balaian MS, Dvoinikova OV et al. An experimental infection in lambs by the hepatitis E virus. Vopr Virusol 39:165-68, 1994.
88. Maneerat Y, Clayson ET, Myint KS, Young GD, Innis BL. Experimental infection of the laboratory rat with the hepatitis E virus. J Med Virol 48:121-28, 1996.
89. Drobeniuc J, Favorov MO, Shapiro CN et al. Hepatitis E virus antibody prevalence among persons who work with swine. J Infect Dis 184:1594-97, 2001.
90. Meng XJ, Wiseman B, Elvinger F et al. Prevalence of antibodies to hepatitis E virus in veterinarians working with swine and in normal blood donors in the United States and other countries. J Clin Microbiol 40:117-22, 2002.
91. Withers MR, Correa MT, Morrow M et al. Antibody levels to hepatitis E virus in North Carolina swine workers, non-swine workers, swine, and murids. Am J Trop Med Hyg 66:384-88, 2002.
92. Yoo D, Giulivi A. Xenotransplantation and the potential risk of xenogeneic transmission of porcine viruses. Can J Vet Res 64:193-203, 2000.
93. Chobe LP, Chadha MS, Banerjee K, Arankalle VA. Detection of HEV RNA in faeces, by RT-PCR during the epidemics of hepatitis E in India (1976-1995). J Viral Hepat 4:129-33, 1997.
94. Aggarwal R, McCaustland KA. Hepatitis E virus RNA detection in serum and feces specimens with the use of microspin columns. J Virol Methods 74:209-13, 1998.
95. McCaustland KA, Bi S, Purdy MA, Bradley DW. Application of two RNA extraction methods prior to amplification of hepatitis E virus nucleic acid by the polymerase chain reaction. J Virol Methods 35:331-42, 1991.
96. Ticehurst J, Popkin TJ, Bryan JP et al. Association of hepatitis E virus with an outbreak of hepatitis in Pakistan: serologic responses and pattern of virus excretion. J Med Virol 36:84-92, 1992.
97. Nanda SK, Ansari IH, Acharya SK, Jameel S, Panda SK. Protracted viremia during acute sporadic hepatitis E virus infection. Gastroenterology 108:225-30, 1995.
98. Orrú G, Masia G, Romano L, Piras V, Coppola RC. Detection and quantitation of hepatitis E virus in human faeces by real-time quantitative PCR. J Virol Methods 118(2):77-82, 2004.
99. Jothikumar N, Cromeans TL, Robertson BH, Meng XJ, Hill VR. A broadly reactive one-step real-time RT-PCR assay for rapid and sensitive detection of hepatitis E virus. J Virol Methods 131(1):65-71, 2006.
100. Clayson ET, Myint KS, Snitbhan R et al. Viremia, fecal shedding, and IgM and IgG responses in patients with hepatitis E. J Infect Dis 172:927-33, 1995.
101. Chauhan A, Jameel S, Dilawari JB, Chawla YK, Kaur U, Ganguly NK. Hepatitis E virus transmission to a volunteer. Lancet 341:149-50, 1993.
102. Humphrey CD, Cook EH Jr, Bradley DW. Identification of enterically transmitted hepatitis virus particles by solid phase immune electron microscopy. J Virol Methods 29:177-88, 1990.
103. Krawczynski K, Aggarwal R, Kamili S. Hepatitis E. Infect Dis Clin North Am 2000;14:669-87, 2000.
104. Longer CF, Denny SL, Caudill JD et al. Experimental hepatitis E: pathogenesis in cynomolgus macaques (Macaca fascicularis). J Infect Dis 168:602-09, 1993.
105. Saeed AA, al Rasheed A, Olewicz G, Yarbough PO. ELISA for diagnosis of acute sporadic hepatitis E. Lancet 339:882, 1992.
106. Anderson DA, Li F, Riddell M, Howard T et al. ELISA for IgG-class antibody to hepatitis E virus based on a highly conserved, conformational epitope expressed in Escherichia coli. J Virol Methods 81:131-42, 1999.
107. Tsarev SA, Tsareva TS, Emerson SU et al. ELISA for antibody to hepatitis E virus (HEV) based on complete open- reading frame-2 protein expressed in insect cells: identification of HEV infection in primates. J Infect Dis 168:369-78, 1993.
108. Favorov MO, Khudyakov YE, Mast EE et al. IgM and IgG antibodies to hepatitis E virus (HEV) detected by an enzyme immunoassay based on an HEV-specific artificial recombinant mosaic protein. J Med Virol 50:50-58, 1996.
109. Favorov MO, Fields HA, Purdy MA et al. Serologic identification of hepatitis E virus infections in epidemic and endemic settings. J Med Virol 36:246-50, 1992.
110. Dawson GJ, Chau KH, Cabal CM, Yarbough PO, Reyes GR, Mushahwar IK. Solid-phase enzyme-linked immunosorbent assay for hepatitis E virus IgG and IgM antibodies utilizing recombinant antigens and synthetic peptides. J Virol Methods 38:175-86, 1992.
111. Buti M. Hepatitis aguda E en España. Med Clin (Barc) 107(9):356, 1996.
112. Moaven L, Van Asten M, Crofts N, Locarnini SA. Seroepidemiology of hepatitis E in selected Australian populations. J Med Virol 45:326-30, 1995.
113. Karetnyi YV, Favorov MO, Khudyakova NS et al. Serological evidence for hepatitis E virus infection in Israel. J Med Virol 45:316-20, 1995.
114. Mast EE, Alter MJ, Holland PV, Purcell RH. Evaluation of assays for antibody to hepatitis E virus by a serum panel. Hepatitis E Virus Antibody Serum Panel Evaluation Group. Hepatology 27:857-61, 1998.

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