Recently Recognized Nontuberculous Mycobacteria From Humans

Abstract
Historically, the taxonomy of the nontuberculous mycobacteria (NTM) has relied upon the grouping of organisms based on phenotypic characterizations, DNA-DNA homology studies, and chemotaxonomic studies which analyze mycolic acids and fatty acids by methods including high performance liquid chromatography (HPLC), gas liquid chromatography (GLC), and thin layer chromatography (TLC). Unfortunately, few laboratories were equipped to perform these studies. For the past two decades, however, the comparison of relatedness of the 16S r-RNA gene sequence has become the standard for new species identification. The ease with which this is performed and compared to established species maintained in public data bases has resulted in a dramatic increase in the number of NTM species. New species are being described each year, and the number of NTM species is now almost 100. The present article summarizes some salient laboratory and clinical identifying characteristics of these newly described species.

Key words
Recently recognized, emerging, nontuberculous, mycobacteria.

Artículo completo

Introducción
Al disminuir el uso de métodos menos eficientes y confiables para la identificación de las micobacterias no tuberculosas (MNT), tales como las tasas de crecimiento y pigmentación, y el análisis bioquímico, y al surgir técnicas moleculares más exactas y cuantificables, el número de especies de MNT reconocidas está aumentando rápidamente (1).

En el centro de esta nueva taxonomía genotípica de MNT está el gen ARNr 16S, una secuencia de aproximadamente 1 500 nucleótidos codificada por al ADN ribosómico (ADNr) 16S. Si bien es un gen altamente conservado dentro del genoma de las micobacterias, hay segmentos de nucleótidos que varían entre especies. Dos regiones hipervariables, conocidas como regiones A y B, que corresponden a las posiciones 130-210 y 430-500, respectivamente, de Escherichia coli, son los sitios de diferenciación entre la mayoría de las especies de micobacterias (1,2).

La proteína de shock térmico de 65 kDa (hsp 65) también está altamente conservada en el genoma de las micobacterias, pero muestra mucha mayor diversidad alélica que el gen ARNr 16S. Una porción variable de este gen, una secuencia de 441 pb también conocida como fragmento Telenti (2,3), está siendo utilizada para secuenciamiento o análisis de patrón de enzima de restricción por PCR (ARP) como otra forma de comparación molecular de especies.

Otros métodos de laboratorio que han facilitado mucho la identificación de nuevas especies incluyen la cromatografía líquida de alta resolución (HPLC, high performance liquid chromatography), la cromatografía de gas-líquido (GLC, gas liquid chromatography), y la cromatografía de capa fina (TLC, thin layer chromatography), que analizan los ácidos micólicos y los ácidos grasos de la pared celular (4).

Los análisis de cultivos y bioquímicos, y las pruebas de susceptibilidad antimicrobiana aún son usados en la identificación de las MNT, especialmente entre las especies de micobacterias de crecimiento rápido (MCR).

Micobacterias no pigmentadas de crecimiento rápido (MCR)
El Mycobacterium mucogenicum, antes llamado microorganismo tipo M. chelonae u OTMC, fue reconocido por primera vez en 1982 como el responsable del brote de peritonitis en dos unidades de diálisis (5). En 1995, fue oficialmente bautizado como M. mucogenicum (6). Esta especie se encuentra más frecuentemente como contaminante en las muestras respiratorias. Sin embargo, también se ha informado infección a nivel de los catéteres venosos centrales, y es la situación en la que con más frecuencia se cita a esta especie como patógena. En una serie de 20 casos de enfermedades clínicas causadas por M. mucogenicum, 9 (45%) fueron de la sangre y catéteres de pacientes con vías centrales infectadas. La especie es sensible a muchas drogas incluyendo aminoglucósidos, cefoxitina, claritromicina, quinolonas, imipenem, linezolid, y generalmente sulfonamidas. La susceptibilidad a las tetraciclinas es variable. Taxonómicamente, la especie tradicionalmente se caracteriza por su susceptibilidad a cefalotina (7). El patrón de HPLC se caracteriza por dos grupos de picos separados. Recientemente, el análisis de secuencia del gen ARNr 16S mostró que una de las cepas examinadas tenía una discordancia de 40 bases dentro de la región hipervariable B. De igual modo, se notó más de un patrón ARP de hsp (1).

Mycobacterium goodii (así denominada por Robert Good, ex director del Mycobacteriology Branch of the Centers for Disease Control and Prevention [CDC]) es uno de los dos miembros recientemente descritos del grupo de M. smegmatis. En una serie de 28 infecciones por M. goodii, 12/18 (43%) fueron infecciones de heridas postraumáticas; 21% fueron casos de neumonía lipoidea, y otro 21% se asoció a sepsis por catéter e infecciones de heridas posquirúrgicas (8).

Con el uso de técnicas bioquímicas y de cultivo convencionales, los cultivos de M. goodii están estrechamente relacionados con M. smegmatis en casi el 80% de los casos. Su característica fenotípica más distintiva es la lectura negativa de arilsulfatasa a los 3 días y la habitual pigmentación tardía amarilla, luego de 10-14 días de incubación (9). Los cultivos de M. goodii tienen un patrón de HPLC, una secuencia 16S y un patrón ARP hsp 65 únicos. Los cultivos son susceptibles a amikacina, tetraciclinas, imipenem, quinolonas, sulfonamidas, y etambutol. Al igual que otros miembros del grupo M. smegmatis, son típicamente resistentes a claritromicina. La prueba de susceptibilidad en discos a tobramicina puede ser útil en la identificación fenotípica de la especie. Un tamaño de zona intermedio (11-30 mm) no coincide con el de los cultivos de M. smegmatis que tiene zonas > 30 mm, ni con el tercer miembro de este grupo, M. wolinskyi, que tiene zonas ≤ 10 mm (8).

M. wolinskyi, llamada así por Emanuel Wolinsky, un pionero en los estudios de MNT, es la segunda especie nueva que se debe reconocer dentro del grupo de M. smegmatis. En cultivos y análisis bioquímicos convencionales, M. wolinskyi es similar a M. smegmatis. La alta concentración inhibitoria mínima (CIM) de tobramicina (2-8 μg/ml) distingue a esta especie de otros miembros del grupo M. smegmatis. Si bien los cultivos de M. wolinskyi tienen perfiles de HPLC similares a los de M. smegmatis, M. wolinskyi se caracteriza por picos más altos en el primer grupo (1,8).

Por hibridación ADN-ADN, los cultivos están más relacionados con M. mageritense. Al igual que esta cepa, M. wolinskyi carece de la inserción de citosina en la hélice 10 dentro de la región hipervariable A del gen ARNr 16S. El ARP hsp 65 divide a la cepa en dos subgrupos únicos (1).

M. immunogenum es el nombre que se da a una MCR recientemente descrita, similar a M. abscessus y M. chelonae, pero con un patrón ARP hsp 65 único. El organismo crece en forma óptima a 25-30 ºC. Por análisis de secuencia de ARNr 16S, los cultivos se diferencias fácilmente de M. chelonae y M. abscessus. M. immunogenum tiene dos copias del operon ADNr (a diferencia de M. chelonae y M. abscessus, que tienen una sola) (1,10).

M. immunogenum se asoció por primera vez a una neumonitis por hipersensibilidad con líquidos contaminados con metales entre trabajadores de una planta industrial (11). Posteriormente se asociaron cultivos de M. immunogenum con seudobrotes respiratorios a partir del agua de broncoscopios contaminados, úlceras corneanas, líquido sinovial, drenajes cutáneos, sangre, y catéteres (10).

La susceptibilidad a antibióticos es similar a M. chelonae, excepto por la resistencia a tobramicina. Los cultivos son generalmente susceptibles a amikacina y claritromicina, y resistentes a ciprofloxacina, doxiciclina, cefoxitina, y sulfametoxazol (10).

M. mageritense fue recuperada por primera vez en 1997 de cultivos de esputo de cinco pacientes en España (12). A fines de 2002, Wallace y col. informaron de seis cultivos de esputo, lavado bronquial, sangre, drenaje sinusal, y dos infecciones de heridas quirúrgicas de pacientes en EE.UU., recuperados entre los años 1999-2000 (13).

Bioquímicamente, los cultivos eran similares a los miembros sorbitol positivos del tercer complejo biovariable M. fortuitum (positivo para uso de manitol e inositol) excepto por su capacidad de utilizar ramnosa como fuente de carbono (1,13,14). M. mageritense se caracteriza en la región B del ADNr 16S, por una secuencia diferente de la que comparten otros organismos relacionados con M. smegmatis. La comparación de las secuencias del gen ARNr 16S, hsp 65 y sod A identifica a este grupo entre los miembros del complejo M. fortuitum y las MCR termorresistentes, incluyendo el grupo M. smegmatis. También se caracterizan por un patrón HPLC único (1).

Al igual que otras MCR clínicamente importantes, los cultivos de M. mageritense son resistentes a la mayoría de las drogas antituberculosas incluyendo isoniazida, etambutol, capreomicina, y D-cicloserina. Además, los cultivos son susceptibles a las quinolonas y al sulfametoxazol, tienen una susceptibilidad variable o intermedia a cefoxitina, amikacina y doxiciclina, y son resistentes a tobramicina y claritromicina (13).

El tercer complejo biovariante Mycobacterium fortuitum fue reconocido por primera vez en 1966 por Brönicke, que dividió a los cultivos del grupo M. fortuitum en tres subgrupos basados en los patrones de utilización de carbohidratos (15). Posteriormente, Pattyn y col. renombraron a los subgrupos como M. fortuitum biovariante fortuitum, M. fortuitum biovariante peregrinum, y un tercer grupo biovariante sin nombre (16).

Sobre la base de la utilización de sorbitol y varias otras características, a los miembros del grupo de la tercera biovariante no nominada se los designó como tercera biovariante de M. fortuitum, sorbitol positivo, y tercera biovariante de M. fortuitum, sorbitol negativo (14). Por análisis de secuencia de ADNr 16S, ambos grupos son heterogéneos, y por estudios comparados ADN-ADN, se sospechó que habían dos o más variedades presentes. Actualmente, se han demostrado cinco especies diferentes (17), habiéndose propuesto los nombres de M. bonicke y M. porcinum para la mayoría del grupo sorbitol negativo, y M. houstonense para el grupo sorbitol positivo (17,18).

Se recuperaron especímenes del tercer complejo biovariante de muestras respiratorias, sangre, heridas, catéteres, e infecciones de tejidos blandos (14,17,18).

Si bien M. porcinum fue reconocido por Tsukamura (19) como agente causal de linfadenitis en los cerdos ya en 1983, no fue hasta hace poco que se demostró por estudios de secuenciamiento de ADNr 16S que esta especie es totalmente idéntica a algunos miembros del tercer complejo biovariante sorbitol negativo de M. fortuitum (18). Todos los miembros del tercer grupo biovariante sorbitol negativo tienen patrones de susceptibilidad a antibióticos similares, con CIM intermedias o susceptibles a cefoxitina y claritromicina, en contraste con miembros del grupo sorbitol positivo (M. houstonense), que son resistentes a claritromicina y cefoxitina (14,18).

MCR pigmentadas
Mycobacterium elephantis fue descrita en 2000 por Shojaei y col. a partir de un absceso pulmonar letal en un elefante (20). Posteriormente, Turenne y col. informaron de 11 casos en seres humanos en Canadá, 10 de esputo y uno de un ganglio linfático cervical (21). Si bien la patogenicidad del cultivo en las muestras respiratorias es cuestionable, parece ser cierto que el que se recuperó a partir del ganglio linfático fue indicador de infección real (1,21). Por secuencia de ADNr 16S y ARP de hsp 65, los cultivos son únicos. Por sus características bioquímicas y de cultivo se asemejan a M. flavescens (1).

Varias otras especies de MCR se agregaron a los grupos pigmentados y no pigmentados. Las especies que sólo se informaron por una única cepa, o cuya patogenicidad es dudosa o nula, sólo serán mencionadas en forma concisa. Para mayor información, véase la tabla 1.

Tabla 1. Especies humanas y ambientales recientemente reconocidas de micobacterias no tuberculosas.

Entre las MCR pigmentadas, M. novocastrense sólo fue aislada en una ocasión a partir de una lesión granulomatosa (22). Las especies MCR no pigmentadas que han sido denominadas en base a una sola cepa incluyen a M. neworleansense (17), M. brisbanense (17), M. concordense (17), M. hassiacum (23), y M. septicum (17,24,25). Todas las especies con excepción de M. hassidium parecen ser definitivamente patógenas. Las especies no pigmentadas de patogenicidad cuestionable o no patógenas incluyen a M. alves (26), M. brumae (27), M. confluentis (28), y M. holsaticum (29). M. chlorophenolicum (30), M. frederiksbergense (31), M. hodleri (32), M. madagascariense (33), M. murale (34), y M. venbaalenii (35) son todas MCR pigmentadas que hasta el momento sólo se aislaron del ambiente y no se consideran patógenas.

Micobacterias de crecimiento lento no pigmentadas
Mycobacterium branderi fue descrita originalmente en 1995 en una colección de nueve cepas de micobacterias de crecimiento lento (36). Los cultivos se caracterizaron bioquímicamente y por análisis de lípidos y se determinó que eran posiblemente un nuevo grupo de microorganismos (el grupo Helsinki). Posteriormente, el organismo fue denominado M. branderi, por Eljas Brander, ex director del Tuberculosis Laboratory of the Nacional Public Health Institute en Helsinki, Finlandia, responsable de la recolección de cepas. Por cromatografía de capa fina, la composición de ácidos micólicos es similar a la de las especies de crecimiento lento incluyendo al complejo M. avium (CMA), y M. scrofulaceum, siendo los patrones GLC y HPLC idénticos a los de M. celatum. M. branderi puede distinguirse del CMA por una prueba de arilsufatasa positiva y de M. shimoidei por una prueba de hidrólisis Tween 80 negativa. En los cultivos en agar Middlebrook 7H10 se puede diferenciar M. branderi de M. xenopi tomando como criterios la presencia de colonias lisas y con forma de cúpula, aumento del crecimiento a 25 ºC y la falta de pigmento (1,36).

Los cultivos originales de un paciente con enfermedad pulmonar cavitaria eran susceptibles a etambutol, estreptomicina, etionamida y capreomicina, pero resistentes a las rifamicinas e isoniazida (36). Otro cultivo aislado de una infección ulcerativa en las manos fue tratado en forma exitosa con ciprofloxacina, trimetoprima-sulfametoxazol y claritromicina (37,38).

M. genavense fue descrita por Bottger y col. (39) en 1993 a partir de más de 30 cepas en pacientes con SIDA en Suiza. Es probablemente la especie más conocida entre la lista de las MNT.

Si bien puede haber escaso crecimiento en agar Middlebrook 7H10 suplementado con micobactina J o sangre humana, la mayoría de las cepas sólo crecen en medios líquidos (40). Dados los exigentes requerimientos de esta especie para su cultivo, se sabe poco acerca de sus características fenotípicas. GLC, TLC y HPLC pueden ayudar en la diferenciación de esta especie, pero la identificación definitiva se logra en forma óptima usando métodos moleculares junto con las características de crecimiento y los requerimientos nutricionales especiales. La secuencia de ADNr 16S es idéntica a la de M. simiae y las micobacterias relacionadas (41).

La documentación clínica muestra la patogenicidad obvia para personas infectadas con HIV y para las aves. La especie puede ser responsable de enfermedad localizada y diseminada y los casos letales son comunes (39,41).

Las pruebas de susceptibilidad son un problema debido a los exigentes requerimientos para su crecimiento, y no se pudo establecer cuál es el mejor tratamiento. Sin embargo, las politerapias que incluyen claritromicina parecen ser más efectivas que las que no la incluyen (42).

M. heidelbergense fue descrita en 1997 en un niño con linfadenitis recurrente (43). Los análisis bioquímicos no son concluyentes y el patrón HPLC se asemeja mucho al de M. malmoense, M. simiae, y M. intermedium (43).

Por análisis de ADNr 16S, M. heidelbergense comparte homología completa con M. simiae y se relaciona filogenéticamente con M. malmoense. El patrón ARP hsp 65 puede ser usado para distinguir a las tres especies (43).

La escasez y contradicción de los datos de susceptibilidad indican que se necesita más información antes de poder establecer recomendaciones terapéuticas. Haas informó que las cepas originales eran susceptibles a la mayoría de los agentes antituberculosos (es decir, isoniazida, rifampicina, y etambutol); sin embargo, Pfyffer informó posteriormente de cepas resistentes a todas las drogas antituberculosas de primera y segunda línea (42-44).

M. triplex es un nuevo grupo de microorganismos que recuerda al CMA y a M. simiae con las pruebas bioquímicas convencionales y características de crecimiento (45). Se han recuperado cultivos de esputo, ganglios linfáticos, y líquido cefalorraquídeo (46) y, recientemente, del líquido pericárdico y peritoneal en personas que recibieron trasplantes hepáticos (1).

El análisis HPLC muestra varios patrones en este grupo de organismos, que recuerdan mucho a M. simiae y CMA, por lo que se les dio el epónimo "SAV" como abreviatura por M. simiae y CMA. El análisis comparativo de secuencias del gen ARNr 16S demostró que los organismos son nuevas especies diferentes. Si bien el análisis bioquímico no es definitivo, las especies pueden también ser identificadas por el patrón ARP hsp 65 y la secuencia 16S (47). Adicionalmente, la sonda para ácido nucleico, específica para CMA (AccuProbe, GenProbe, Inc; San Diego, CA) es no reactiva con esas cepas. Las pruebas de susceptibilidad fueron limitadas, pero la mayoría de los cultivos parecen ser resistentes a los agentes antituberculosos (1). Recientemente se informó de cultivos susceptibles a claritromicina (48).

Micobacterias de crecimiento lento pigmentadas
Mycobacterium bohemicum fue reconocida en 1998 en muestras de esputo de un paciente con tuberculosis pulmonar (49). El nombre del cultivo hace referencia a la República Checa, donde se lo recuperó por primera vez. Posteriormente, se ha examinado un gran grupo de cepas de ganglios linfáticos, piel y esputo (50,51). Estos estudios sugieren que M. bohemicum debe ser considerado como patógeno y que el agua natural es uno de los reservorios de la infección (1).

Se ha hipotetizado que M. bohemicum puede contener dos diferentes perfiles de ácidos micólicos. Por HPLC, M. bohemicum es similar a CMA y M. scrofulaceum, y los análisis bioquímicos no son concluyentes. Por GLC, los cultivos se asemejan a M. interjectum. Por lo tanto, se recomienda su identificación molecular (1). La información acerca de susceptibilidad es escasa y la mayoría de las cepas deben ser estudiadas antes de poder hacer recomendaciones de tratamiento.

M. celatum fue descrita por primera vez por Butler y col. en 1993 (52). Bioquímicamente, los cultivos son similares a CMA y M. xenopi excepto en que crecen poco a 45 ºC (42).

Se sabe que algunas cepas tienen reacción cruzada con la sonda comercial de ADN para M. tuberculosis debido a la presencia de una desigualdad en un nucleótido en el segmento corto del ARNr 16S que es el blanco de la sonda (53). Sin embargo, el examen cuidadoso de los patrones HPLC puede diferenciar a M. celatum de las otras especies similares y por lo tanto se recomienda la evaluación por HPLC o de la secuencia de ARNr 16S para la identificación definitiva (1,52).

Sólo hay información limitada de susceptibilidad además de la resistencia confirmada a rifampicina (52). Se informó que los cultivos son sensibles a amikacina, estreptomicina, etambutol, rifabutina, claritromicina, y quinolonas (54,55).

M. conspicuum fue responsable de infecciones en pacientes inmunocomprometidos, incluyendo SIDA e inmunodeficiencias celulares. Bioquímicamente, el organismo es más bien inerte y único entre las otras micobacterias. De hecho, se le dio el nombre M. conspicuum por esa razón. Por HPLC la especie se asemeja a M. terrae aunque los perfiles son diferenciables por comparación. Si bien hasta la fecha se han recuperado pocas cepas, la falta de crecimiento a 37 ºC pudo haber hecho que se subestime el número de cultivos (1,56).

La información de susceptibilidad es escasa, pero Springer y col. informaron que tres cultivos eran susceptibles a ciprofloxacina, amikacina, rifabutina, clofazimina, y claritromicina, con resultados susceptibles o intermedios para etambutol, kanamicina, isoniazida, estreptomicina, y ofloxacina, pero resistente a rifampicina y pirazinamida (57).

M. heckeshornense fue descrita en 2000 a partir del aislamiento repetido a lo largo de 5 años de un paciente inmunocompetente con enfermedad pulmonar crónica bilateral en la clínica Heckersorn, en Berlín (57). También se obtuvo un cultivo idéntico a partir de otro paciente con enfermedad pulmonar, lo que sugiere fuertemente la patogenicidad de la especie.

Los patrones HPLC fueron prácticamente indistinguibles de M. xenopi y los resultados de la GLC y TLC clasificaron al organismo dentro del grupo M. xenopi-botniense. La identificación definitiva por 16S y análisis de secuencia espacial de ADNr 16S y 16S-23S determinó la identidad del organismo (1,57). Bioquímicamente, estos cultivos termorresistentes son negativos a la arilulfatasa de 3 días.

Con el método de proporción de agar se observó que los cultivos son susceptibles a los agentes antituberculosos, ciprofloxacina y claritromicina (57).

M. interjectum se recuperó originalmente a partir de un niño con linfadenitis crónica en Bélgica, y posteriormente de tres pacientes en Australia (58,59,60).

Fenotípicamente, M. interjectum se asemeja a M. scrofulaceum y el patrón TLC de los ácidos micólicos es similar a CMA y M. scrofulaceum. Por HPLC, se pueden obtener dos patrones diferentes de M. interjectum (1). El ADNr 16S muestra estrecha relación con M. simiae y otras especies "intermedias" entre las de crecimiento rápido y las de crecimiento lento (1). El nombre del organismo se refiere a su posición filogenética entre ambos grupos de micobacterias (58). También se ha sugerido que la prevalencia de esta especie pudo haber sido previamente subestimada debido a su identificación errónea como M. scrofulacea. Los datos de susceptibilidad son escasos, pero la especie parece ser sensible a rifampicina aunque resistente a etambutol e isoniacida.

M. intermedium también es denominada así por la posición filogenética de la especie entre las MCR y las micobacterias de crecimiento lento (61). Se identificó la primera cepa en un paciente con enfermedad pulmonar crónica. Bioquímicamente la especie es similar a M. asiaticum. Sin embargo, las diferencias en la morfología de las colonias distingue a ambas. Por CTL, la especie no puede ser diferenciada de M. simiae, M. malmoense y M. genovense. Por HPLC, la especie presenta un patrón distintivo (1). La secuencia de nucleótidos en el análisis de ADNr 16S se superpone a la de M. simiae y especies relacionadas de crecimiento lento. Se informó que los primeros cultivos eran susceptibles a múltiples agentes, incluyendo ciprofloxacina, amikacina, rifabutina, clofazimina, y claritromicina. Los cultivos tuvieron sensibilidad intermedia a etambutol, kanamicina, isoniazida, y estreptomicina, y resistencia a rifampicina. Sin embargo, hay poca información de susceptibilidad y se necesitan más datos antes de poder establecer el tratamiento óptimo (42).

M. lentiflavum fue descrita en 1996 cuando se recuperaron múltiples cultivos de especímenes clínicos (62). Los cultivos mostraron un crecimiento lento a 22-37 ºC y pigmentación amarilla, las dos características de las que deriva el nombre de la especie. La TLC y la GLC no son definitivas, y los patrones de la TLC son similares a los de M. simiae, M. malmoense, M. genavense, y M. intermedium. El patrón HPLC es similar al de M. simiae, pero el examen cuidadoso de la cromatografía HPLC puede distinguir a ambas especies.

La secuencia ADNr 16S revela dos sequevares que difieren en dos nucleótidos y el ARP de hsp 65 muestra múltiples patrones, ninguno de los cuales se superpone con otras especies conocidas (47). La información de susceptibilidad sugiere que la especie es sensible a ciprofloxacina, claritromicina, y rifabutina, con CIM resistente o intermedia a rifampicina, isoniacida, y etambutol. Si bien muchos cultivos de M. lentiflavum parecen ser clínicamente significativos, se ha informado de varios casos con clara patogenicidad (1).

M. tusciae fue descrita por Tortoli y col. (63) a partir de un ganglio linfático cervical en un niño bajo tratamiento con esteroides y posteriormente en un paciente con fibrosis quística y en dos muestras de agua (1,63).

Se puede distinguir a M. tusciae de la mayoría de las otras micobacterias de crecimiento lento escotocromógenas usando análisis bioquímicos convencionales, HPLC, y análisis de secuencia de ADNr 16S. Los cultivos desarrollan en alrededor de 4 semanas a 25 ºC y 32 ºC, mientras que el crecimiento no siempre se produce a 37 ºC y es negativo a 42 ºC (63). La especie es sensible a claritromicina, ciprofloxacina, rifampicina, rifabutina y estreptomicina (63).

M. lacus sólo fue aislada una vez a partir de tejido sinovial en un paciente con bursitis postraumática. Las regiones ADNr 16S e ITS y el patrón ARP hsp 65 son únicos (64), si bien esta especie parece estar muy relacionada por análisis de secuencia del gen ARNr 16S a M. malmoense, M. marinum, M. ulcerans, y miembros del complejo M. tuberculosis. El patrón HPLC se asemeja al de M. gastri. La especie parece ser susceptible a todos los agentes antituberculosos, ciprofloxacina y amikacina (64).

Otros cultivos de crecimiento lento de patogenicidad cuestionable en los humanos serán mencionados brevemente. Estas nuevas especies incluyen a M. doricum (65), M. kubicae (66) y M. palustre (67). Entre las nuevas especies de crecimiento lento encontradas exclusivamente en el ambiente están M. botiense (68), M. cookii (69), y M. hiberniae (70).

Antiguos patógenos emergentes
Este es un grupo de patógenos para el hombre identificado hace más de 10 años, pero que últimamente ha registrado aumento de su prevalencia o su importancia clínica.

Mycobacterium ulcerans, la micobacteria de crecimiento lento que es el agente etiológico de la úlcera africana Buruli o de la úlcera australiana Bairnsdale, ha sido detectada recientemente en al agua, fango, pescados e insectos, a través de técnicas moleculares (71). Se observaron infecciones naturales en koalas, marsupiales, y alpacas en cautiverio en Australia. La mayoría de los cultivos se han recuperado en Africa, Australia, Nueva Guinea, América Central y del Sur, Malasia, e Indonesia (72,73). La enfermedad no es endémica en EE.UU. pero se la ha visto de manera esporádica luego de viajes a áreas endémicas (74). Es considerada la forma más común de enfermedad cutánea por MNT en el mundo. Produce úlceras grandes, profundas, necróticas en las extremidades, que cicatrizan con marcadas deformidades y contracturas, y que a menudo dejan a la persona con un miembro sólo funcionando parcialmente. Si bien el diagnóstico de laboratorio por métodos bioquímicos y cultivos convencionales es difícil debido a la tasa de crecimiento extremadamente lenta, a la baja temperatura óptima (28 ºC) del organismo, y a la sensibilidad que tienen a los agentes utilizados en los procesos de descontaminación micobacteriana de rutina, las nuevas técnicas han optimizado en gran medida el diagnóstico más rápido y eficiente de M. ulcerans (75-78). Se han elaborado también métodos de genotipificación (78,79). Usando GLC de los ácidos grasos y alcoholes, ARP y técnicas moleculares, Tonjum y col. establecieron la estrecha relación genética entre M. marinum, M. ulcerans y M. tuberculosis(80). Stienstra y col. han elaborado recientemente una técnica de PCR basada en la secuencia de inserción, IS-2404, para el diagnóstico de la enfermedad donde la especie es endémica (81). Debido a la dificultad en el crecimiento del organismo, se carece de información de susceptibilidad, si bien recientemente Portaels informó que la especie era susceptible a claritromicina (82). La enfermedad una vez establecida responde mal a los antibióticos, y generalmente requiere de un amplio debridamiento e injerto de piel.

Mycobacterium haemophilum es una micobacteria de crecimiento lento, exigente, con requerimientos de crecimiento especiales con compuestos que contengan hemina o hierro. El crecimiento óptimo se produce aproximadamente a los 30-32 ºC, la temperatura de la piel humana, lo que puede explicar la preferencia de esta especie por sitios más fríos del cuerpo, incluyendo las extremidades (83,84,85,86).

Se ha informado la presencia del organismo en todo el mundo, Europa, Israel, Australia, Canadá, Reino Unido, Africa y EE.UU., especialmente entre pacientes inmunocomprometidos con HIV y en receptores de trasplantes (82,84-87). La enfermedad cutánea diseminada, manifestada por múltiples lesiones drenantes de la piel, con o sin osteomielitis subyacente, ha sido asociada con infección avanzada por HIV y uso prolongado de corticosteroides. Se ha visto enfermedad localizada en niños inmunológicamente normales con linfadenitis perihiliar o cervical (88-92).

Previamente, el diagnóstico de laboratorio de M. haemophilum recaía en el crecimiento de cepas cultivadas por 3 a 4 semanas. Recientemente se ha informado (93) el fracaso de crecimiento en agar chocolate (a menudo usado como medio primario de cultivo ya que contiene hematina) luego de 6 semanas de incubación y posterior recuperación de un caldo comercial (medio Myco/F Lytic-Becton Dickinson Microbiology Systems, Sparks, MD), lo que enfatiza la necesidad de mejorar los métodos de diagnóstico de laboratorio. Por lo tanto, las técnicas moleculares y quimiotaxonómicas (análisis de ácidos micólicos y grasos) también han contribuido a una más rápida y mayor recuperación de especies (94-96). Actualmente hay pruebas de susceptibilidad estandarizadas pero varios investigadores informaron haber utilizado el método de microdilución en caldo y extracción en discos de agar con la adición de citrato de amonio férrico o hemina (90,91,97). Los agentes más activos in vitro parecen ser amikacina, claritromicina, ciprofloxacina, rifampicina y rifabutina (82). Todas las cepas parecen ser resistentes a etambutol (83,90). La mayoría de los pacientes respondieron bien a regímenes de tratamiento que incluían claritromicina y rifamicina (42).

Mycobacterium xenopi es una especie de micobacteria de crecimiento inusualmente lento, con una temperatura de crecimiento óptimo de 42-43 ºC. Desde que fuera recuperada por primera vez en 1959 a partir de la piel de un sapo, M. xenopi quedó bien documentado como un patógeno del tracto respiratorio (98); sin embargo, recientemente esta especie también ha sido hallada en sitios extrapulmonares (99). La recuperación a partir de grifos de agua caliente sugiere que éste es probablemente el reservorio de la infección (100-102).

M. xenopi tiene un patrón HPLC único que lo distingue de CMA, la especie que más se le asemeja por análisis bioquímicos convencionales (103). El aumento de su crecimiento a 42-43 ºC, su falta de crecimiento a 22 ºC y la prueba de arilsulfatasa positiva pueden ayudar a diferenciar M. xenopi de CMA (103).

Las pruebas de susceptibilidad de M. xenopi pueden ser difíciles y pueden ser responsables de la falta de información de sensibilidad. Sin embargo, recientemente Schmitt y col. informaron de un tratamiento exitoso usando claritromicina, rifabutina y sparfloxacina (104), y Lounis y col. informaron del efecto bactericida de la claritromicina en los ratones (105). Posteriormente, un importante estudio prospectivo en el Reino Unido confirmó que los resultados de las pruebas de sensibilidad in vitro de drogas individuales no predicen respuesta clínica ni bacteriológica en pacientes con M. xenopi y que la isoniazida no cumple ninguna función en su tratamiento (106).

Mycobacterium malmoense fue descrita originalmente como patógeno en 1977 en Suecia (107). Desde entonces, sólo se ha informado de cultivos clínicos en forma esporádica en EE.UU. Un informe del CDC desde 1993 hasta mediados de 1995 encontró a sólo 6 de 60 pacientes con enfermedad debida a M. malmoense (108). Sin embargo, en Europa del Norte y el Reino Unido, M. malmoense se está volviendo un patógeno respiratorio cada vez más importante (109-111).

Resultados recientes informados por Doig y col., en Escocia, indican que la especie tiene poca diversidad genética y ninguna correlación geográfica o cronológica (109). Se la puede confundir con otras micobacterias no pigmentadas de crecimiento lento, incluyendo CMA.

Se han diferenciado los cultivos usando análisis de ácidos micólicos y grasos, sonda de ADN basada en PCR y secuencias espaciadoras internas transcriptas en el gen ARNr 16S (109-113). El uso de medios con pH bajo (6.0) también puede mejorar la recuperación del organismo en cultivos primarios (114).

No hay información de susceptibilidad, pero se publicaron regímenes de tratamiento exitosos con isoniazida y rifampicina con y sin escisión quirúrgica (103). También se vio erradicación microbiológica con el uso de combinaciones de isoniazida, rifampicina, y etambutol, con y sin el uso de quinolonas y macrólidos (115,116). Sin embargo, estudios recientes de la British Thoracic Society concluyeron que las pruebas de susceptibilidad a drogas antimicobacterianas individuales para estas especies no son predictoras de respuesta clínica y bacteriológica y que isoniazida no es útil en el tratamiento de M. malmoense (106).

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