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Introduçao.A tripanossomíase humana africana ou doença do sono é uma moléstia infecciosa restrita a uma boa parte do continente africano (14,77), constituindo grave problema de saúde pública em muitas regiões. É causada por protozoários da espécie Trypanosoma brucei e transmitida por insetos do gênero Glossina, as moscas tsé-tsé.A despeito de ser encontrada apenas na África, o estudo da tripanossomíase humana africana vem ganhando importância no contexto atual, por conta das crescentes correntes migratórias, já tendo sido descrito um caso em nosso país (29). Trazer informações básicas acerca da doença do sono, com enfoque principal na epidemiologia, no seu quadro clínico, no diagnóstico e no tratamento, é o objetivo do presente artigo.Etiología.Os agentes etiológicos da doença do sono são protozoários flagelados do gênero Trypanosoma, subgênero Trypanozoon, e espécie Trypanosoma (Trypanozoon) brucei, que compreendem cinco subespécies, a saber (59,65): Trypanosoma brucei gambiense. Trypanosoma brucei rhodesiense. Trypanosoma brucei brucei. Trypanosoma brucei evansi. Trypanosoma brucei equiperdum. Somente as três primeiras subespécies têm maior importância, Trypanosoma brucei gambiense e Trypanosoma brucei rhodesiense causando a doença do sono e Trypanosoma brucei brucei, causando a nagana, uma tripanossomíase de animais silvestres que também acomete o gado, com enormes prejuízos (59,66). Trypanosoma brucei rhodesiense possui duas cepas, zambezi (com relativa baixa virulência, ocorrendo principalmente na área sudeste da África) e busoga (mais virulenta - cuasadora da tripanossomíase rhodesiense "típica" - na área nordeste e central do continente) (15,25,26,64). Trypanosoma brucei brucei possui quatro cepas, bouaflé, sindo, kiboko e kakumbi, sendo relatados alguns casos humanos na Costa do Marfin. (aqui entra tabla 21.1)Estruturalmente, são similares a outros tripanossomos que causam infecção em vertebrados. Possui mitocôndria tubular e com cristas, o DNA se concentra no núcleo e no cinetoplasto (este último, o k-DNA). Apresenta flagelo semelhante ao de outros tripanossomatídeos, além de outras organelas como o complexo de Golgi, retículo endoplasmático e ribossomos, comuns a outras células eucarióticas (62,63). As subespécies do Trypanosoma brucei são morfologicamente indistingüíveis entre si. Caracterizam-se por polimorfismo ou pleomorfismo de suas populações, ocorrendo no sangue do hospedeiro vertebrado tanto as formas longas e delgadas quanto as formas curtas e grossas, além de elementos com morfologia intermediária entre esses extremos (59,72). A presença das formas finas é mais constante, enquanto a das formas grossas varia no decurso da infecção, tendendo ao desaparecimento com a cronicidade da infecção. Estas últimas são mais capazes de infectar as glossinas (59).O comprimento do T. brucei varia em média de 10 a 40 (m. Nas formas finas o cinetoplasto é pequeno, subterminal, com um flagelo livre alongado e membrana ondulante menos desenvolvida. As formas grossas costumeiramente não apresentam flagelo livre, havendo desenvolvida membrana ondulante. Ciclo Evolutivo. (74)Após o repasto sangüíneo nos hospedeiros vertebrados com parasitemia, as moscas tsé-tsé tornam-se infectadas, mudando o seu comportamento com elevação da voracidade e conseqüente potencialização da transmissão da doença (30,43). O sangue ingerido chega ao intestino médio, no qual as formas grossas do parasito, quatro dias após, começam a transformar-se em elementos alongados com membrana ondulante pouco pronunciada, os quais se dividem ativamente por cerca de dez dias, ao final dos quais ultrapassam a membrana peritrófica (estrutura encontrada nos insetos, capaz de envolver o alimento, separando-o do epitélio do tubo digestivo), ascendendo por entre ela e o epitélio até a extremidade anterior do órgão. Invadem, então, o proventrículo da tsé-tsé (geralmente após 10 a 20 dias da ingestão do sangue), transformando-se nas forma proventriculares ainda mais finas, que permanecem em migração até que alcancem as glândulas salivares do vetor (10,27,59). Neste local, transformam-se em epimastigotas, os quais se multiplicam ativamente, tornam-se primeiro, a forma tripomastigota, que é altamente infectante, e logo depois o tripomastigota metacíclico, o qual poderá ser inoculado pela glossina no homem susceptível. Esta evolução "anterior" do T. brucei, isto é, em direção as glândulas salivares do vetor, contrasta com a evolução "posterior" do Trypanosoma cruzi, isto é, em direção às porções finais do intestino do Triatoma.Após a picada das glossinas, são inoculadas no hospedeiro vertebrado, diferentes formas evolutivas do T. brucei, os epimastigotas, os tripomastigotas proventriculares e os tripomastigotas metacíclicos, sobrevivendo apenas estes últimos. Vários mamíferos podem ser infectados pelo T. brucei. Distintamente do observado para o T. cruzi (63), algumas aves podem ser infectadas pelo T. brucei (59). Outra diferença é a replicação de T. brucei ocorrer sempre no meio extracelular, enquanto o T. cruzi no hospedeiro vertebrado se multiplica no interior de células (62). Os parasitos inoculados em humanos permanecem confinados em nódulo inflamatório que surge no local da picada (cancro de inoculação) por cerca de nove dias, período ao final do qual ganham a circulação, multiplicando-se ativamente e alcançando elevadas parasitemias, sobretudo no T. brucei rhodesiense, podendo haver morte por perturbações metabólicas advindas do grande número de parasitos. Há, algum tempo após o estabelecimento no sangue, invasão de outros tecidos e órgão, sobretudo linfonodos, baço, medula óssea, linfa e sistema nervoso central, com o encontro de parasitos no líquor. O parasitismo da linfa e do sangue é mais prolongado nas infecções pelo T. brucei gambiense - geralmente, até dois a três anos -, em relação à infecção pelo T. brucei rhodesiense - até três a quatro meses. Epidemiología.A tripanossomíase humana africana é encontrada apenas na África estendendo-se desde o paralelo 15( N até o 29( S (região na qual o vetor habita) (7,34,59). Para T. brucei gambiense, as áreas endêmicas estão predominantemente na África Ocidental nos países como Senegal, Mali (ao Sul), Níger, Burkina Faso, Sudão (no sudeste), Etiópia, Chade, Botsuana, Angola, República Democrática do Congo, República Central Africana, República dos Camarões, Gabão, Zimbábue, Congo, Moçambique e Uganda. O T. brucei rhodesiense ocorre principalmente na África Oriental e Central, sobretudo em Uganda, Quênia, Tanzânia, Zâmbia, Malawi, Zimbábue, Moçambique, Botsuana, mas também em Angola (extremo sudeste) e Etiópia (37,72,76). Estima-se que 60 milhões de pessoas estão sob risco para a doença do sono, ocorrendo trinta mil novos casos a cada ano (77). Desmantelamento do sistema de saúde, já precário, devido as guerras internas, principalmente em Angola e na República Democrática do Congo. Atualmente, a situação econômica e sanitária encontra-se mais caótica que na época colonial (55). A enfermidade é predominantemente rural (32,59), sendo transmitida por dípteros hematófagos (o macho e a fêmea) da família Glossinidae, gênero Glossina, conhecidos como moscas tsé-tsé (13). As moscas são bem adaptadas a bosques, florestas e savanas - nestas últimas, principalmente próximo a coleções de água (32). Os insetos permanecem em repouso sobre as folhas e troncos da vegetação, tendo mais atividade no final da manhã e período da tarde, principalmente entre as 11 e 16 horas (36).Na África Central e Ocidental, áreas nas quais ocorre a tripanossomíase gambiense, os principais vetores são as glossinas do grupo palpalis - Glossina palpalis, Glossina fuscipes e Glossina tachinoides -, espécies ribeirinhas (localizadas em áreas específicas, com maior umidade) que costumam alimentar-se de porcos, cachorros, ovelhas, gado e aves (galinhas) mas que, eventualmente, picam o homem e outros mamíferos (17,42). Há áreas, entretanto, que há transmissão do T. brucei gambiense por glossinas do grupo morsitans. Ainda que reservatórios diferentes do homem já tenham sido sugeridos para a tripanossomíase gambiense - porcos, cães, bovinos e ovinos - considera-se a doença como uma antroponose endêmica que, eventualmente, cursa com surtos epidêmicos de proporções variáveis (72).Na África Oriental são encontradas as glossinas do grupo morsitans - Glossina morsitans, Glossina pallidipes, Glossina brevipalpis, Glossina swynnertori e Glossina austeni -, transmissores da tripanossomíase rhodesiense. Estes insetos habitam áreas de savana e de vegetação ribeirinha nas florestas, em pequenos ecótopos onde alimentam-se em mamíferos (principalmente bovinos) que funcionam como reservatórios da doença - bubalo (Alcelaphus), inhala (Tragelaphus), elande (Taurotragus), impala (Aepyceus) e javali (Phacochoerus aethiopicus). Em algumas áreas restritas, T. brucei rhodesiiense pode ser transmitido por glossinas do grupo palpalis (junto ao lago Vitória). Por suas características, a tripanossomíase rhodesiense é considerada uma zoonose, com a infecção do homem sendo um evento acidental, no momento em que este penetra nos nichos ecológicos do T. brucei rhodesiense (em muitas áreas comporta-se como típica doença ocupacional, ocorrendo em caçadores, pescadores, etc.).Foram descritos casos também de transmissão congênita (69) - de ocorrência esporádica - e de infecção acidental em laboratórios - só para T. b. gambiense - ambas sem papel epidemiológico significativo (22,24). Hemotransfusão é uma via de transmissão possível, mas até o presente momento não se reportou (na África). Transmissão mecânica foi sugerida (mas não documentada) por "agrupamento" de casos em uma mesma casa ou por casos em áreas onde não ocorrem as moscas tsé-tsé (2).Imunologia.Antígenos produzidos pelo protozoário elicitam resposta imunológica do hospedeiro, com produção de anticorpos capazes de promover a lise parasitária (59) - os anticorpos são considerados a principal resposta imune aos tripanossomos africanos, potencializando a fagocitose e promovendo lise mediada pelo complemento (68). Níveis elevados de IgG1 e de IgM são observados no líquor (38). Além da produção anticorpos específicos, há ativação policlonal dos linfócitos B, com marcada hipergamaglobulinemia (35,50) e relatos cada vez mais freqüentes da presença de autoanticorpos séricos e no líquor(3). Além da resposta imune humoral, tem importância a resposta de células Th1, as quais secretam citocinas capazes de controlar os parasitos nos tecidos (23). Estudos recentes tem demonstrado o papel do gama-interferon (-INF) na produção de óxido nítrico durante o processo de ativação dos macrófagos (23). Estas células secretam fator de necrose tumoral alfa (TNF-) em resposta a antígenos produzidos pelo T. brucei. O TNF- por sua vez ativa novos macrófagos que são capazes de fagocitar e destruir o parasito sensibilizado por anticorpos (68). Entretanto, o T. brucei alteram os antígenos do seu revestimento externo - a glicoproteína variável de superfície (VSG) -, como forma de proteger-se do ataque dos mecanismos de defesa do hospedeiro (20,45). Assim, há variabilidade antigênica das populações parasitárias no curso da infecção, emergindo após a produção de um determinado anticorpo específico, parasitos com novo perfil antigênico. Outro mecanismo de "escape" do T. brucei é a adsorção de antígenos do hospedeiro em sua membrana plasmática (59), tática também empregada por outros parasitos como o Schistosoma mansoni (9).Patogênese.Após a inoculação do T. brucei pela picada de glossinas infectadas, os parasitos começam a se multiplicar na pele, desencadenado uma reação inflamatória local com poucos polimorfonucleares, o cancro de inoculação (sobretudo na tripanossomíase rhodesiense). Demonstrou-se a dose mínima infectante em torno de 400 tripanossomos (61), ainda que em alguns experimentos foi necessário apenas um tripanossomo para desencadear o processo (59).Segue-se a invasão da corrente sangüínea e dos vasos linfáticos, ganhando o T. brucei a intimidade de vários tecidos, principalmente o sistema mononuclear fagocitário (18), surgindo linfadenomegalia e, posteriormente, esplenomegalia (em 25% dos casos) - por proliferação celular e áreas de necrose focal. Outros órgãos freqüentemente acometidos são o coração (pancardite, na infecção por T. brucei rhodesiense, com disfunção do sistema de condução e da inervação autonômica), musculatura esquelética, fígado e vasos sangüíneos (endarterite com infiltração perivascular, observada nas fases iniciais da doença). Anemia normocítica é bastante freqüente, provavelmente devida a mecanismos imunológicos (hemólise), diminuição da eritropoiese e hemodiluição (75), podendo alcançar grande intensidade. Plaquetopenia (na tripanossomíase rhodesiense) e leucocitose leve são também encontradas (60). Em alguns casos graves é descrita a ocorrência de hipoglicemia (48). Um período variável após a invasão hemolinfática, o T. brucei penetra no sistema nervoso central, produzindo meningoencefalite com a ocorrência de edema e pequenas áreas de hemorragia no encéfalo (57). Parasitos são identificados nas regiões perivasculares e no líquor (28,58). Outras alterações liquóricas incluem infiltração por células mononucleares (linfócitos e plasmócitos) elevação da concentração protéica e aumento da pressão.Aspectos Clínicos. A evolução clínica da infecção pelo Trypanosoma brucei é bastante pleomórfica, havendo diferenças na apresentação do quadro em relação às subespécies - T. brucei gambiense e T. brucei rhodesiense (ver quadro 21.2). Dias após a picada das moscas tsé-tsé, com a incoculação do Trypanosoma brucei, pode surgir o cancro de inoculação (típico da cepa busoga do T. b. rhodesiense), zona eritematosa com edema local e dor, algumas vezes associada a linfadenopatia regional. Permanece por duas a três semanas, deixando hiperpigmentação local por vários anos. Entretanto muitos pacientes que desenvolvem a doença não relatam a ocorrência de alteração cutânea prévia. A partir de então, a tripanossomíase humana africana evoluiu, distinguindo-se dois períodos - hemolinfático e nervoso.Período Hemolinfático. É a fase inicial, aguda, da doença. Apresenta-se com febre intermitente (inicialmente de moderada a alta, que pode evoluir para apresentação vespertina com temperatura mais baixa), cefaléia, astenia, mal estar, anorexia, perda de peso, prurido, linfadenomegalias axilares (mais na tripanossomíase rhodesiense), epitrocleares, supraclaviculares e cervical, podendo haver aumento do volume do pescoço, constituindo o sinal de Winterbottom (típico da tripanossomíase gambiense), hepatoesplenomegalia moderada. É também relatado o sinal de Kerandel, caracterizado por profunda hiperestesia com forte dor à pressão ou percussão branda dos tecidos, havendo certo espaço de tempo entre o estímulo e o início da dor (49). Outras alterações são também relatadas:* aparelho cardiovascular (taquicardia, miocardites, pericardite com derrame pericárdico, pancardite, especialmente na tripanossomíase rhodesiense) (56);* síndrome edemigênica (principalmente na face e nos membros, podendo haver generalização - anasarca), secundária, entre outras causas, a hemodiluição;* alterações cutâneas (as tripânides, máculas eritematosas encontradas principalmente no dorso e no abdome, as quais podem ser recorrentes, de difícil observação na raça negra);* complicações oculares, principalmente conjuntivite, ceratite e coriorretinite (especialmente na tripanossomíase rhodesiense);* alterações do sistema digestivo, tais como diarréia e icterícia hepatocelular (esta última em em alguns casos de tripanossomíase rhodesiense);* distúrbios endócrinos (orquite, impotência, ginecomastia, alterações menstruais e caquexia, a despeito da polifagia e polidpsia muitas vezes relatada) (44).Em ambas as formas da doença os sintomas presentes são, no geral, os mesmos - exceto o sinal de Winterbottom, o qual costuma estar ausente na rhodesiense e as demais distinções já apontadas -, devendo-se ressaltar a evolução mais lenta (normalmente anos) da tripanossomíase gambiense (com envolvimento extensivo do sistema nervoso central, a clássica doença do sono) e mais aguda da ripanossomíase rhodesiense, com início mais súbito do quadro clínico, predomínio de toxemia, hipotensão arterial e, eventualmente, coagulação vascular disseminada (5), levando à morte em meses, por lesão cardíaca ou visceral. Nas duas formas há, freqüentemente, quadros de superinfecção bacteriana (sobretudo respiratória) que podem acelerar a evolução para o êxito letal.Período Nervoso. Além das alterações descritas, surge o comprometimento neuro-psiquátrico - secundário à invasão do sistema nervoso central pelos tripanossomos -, sendo esta a principal característica da doença. Alterações neuropsíquicas surgem em diferentes momentos históricos da infecção, geralmente sendo mais precoces na tripanossomíase rhodesiense, iniciando-se com cefaléia, insônia, alteração do humor, podendo tomar diferentes espectros - principalmente, evolução característica de um quadro de meningoencefalite subaguda. Surgem tremores afetando os membros e as pálpebras, hipertonia muscular, movimentos coreicos ou coreoatetósicos e comprometimento da marcha (ataxia cerebelar). Alterações psiquiátricas (alternância de irritabilidade, agitação, agressividade, mania, delírio, paranóia, confusão mental, depressão e apatia) e déficits neurológicos focais transitórios ou permanentes (paresias e plegias de membros, face e nervos cranianos) podem também ocorrer. São incomuns as alterações de sensibilidade (quando presentes, destacam-se a hiperestesia e parestesia em diversas localizações). Crises convulsivas generalizadas costumam surgir em diferentes momentos da história natural da doença.A alteração mais característica da tripanossomíase humana africana é a hipersonia, a qual é geralmente precedida por períodos de insônia e inversão do padrão sono-vigília (é principalmente observada na tripanossomíase gambiense, pois na rhodesiense a morte costuma sobrevir antes na instalação das manifestações neuropsíquicas clássicas). A sonolência evolui de um aspecto episódico para uma forma progressiva e constante. Quadro demencial, coma e óbito constituem o desfecho da doença não tratada, geralmente após anos para a tripanossomíase gambiense e meses para a tripanossomíase rhodesiense (16).(aqui entra tabla 21.2)Diagnóstico. Nos pacientes com quadro clínico sugestivo de doença de sono e com história epidemiológica compatível - recentemente foi descrito pelos autores um caso importado de Angola (29) -, deve-se buscar, por métodos laboratoriais, o diagnóstico da tripanossomíase - tão rápido quanto o possível, preferencialmente antes do parasito atingir o sistema nervoso central, o que piora muito o prognóstico -, com vistas a instituição de terapêutica (73). O diagnóstico laboratorial fundamenta-se no achado do parasito (métodos parasitológicos) pois o tratamento tem altos índices de efeitos adversos - com a mortalidade podendo chegar a 5 a 10% como conseqüência direta dos fármacos usados -, o que faz com que o diagnóstico de certeza deva ser apurado antes do início da terapêutica. Reações sorológicas são úteis métodos de screening.Diagnóstico Parasitológico.A pesquisa do T. brucei pode ser realizada no sangue, no aspirado do cancro de inoculação, de linfonodos (especial no T. b. gambiense, sendo considerado um dos melhores métodos), ou de medula óssea, no líquor (pouca positividade uma vez que o parasito não é facilmente encontrado neste humor - não é o "ambiente" favorável ao T. brucei) e no líquido de serosas. Pode se utilizar (8,40,61):* pesquisa direta, a fresco ou fixado (gota espessa e distensão) e corada pelo método de Giemsa;* técnicas de concentração do parasito, utilizando-se principalmente o QBC (4) e a centrifugação ou a filtração em colunas trocadoras de íons (esta última considerada o melhor método para concentração do parasito);* inoculação em animais sensíveis, principalmente o camundongo, tendo este método maior aplicabilidade na atividade de pesquisa que na prática clínica, graças à demora para a instalação da infecção nesses animais;* cultivo, o qual é pouco utilizado dadas as exigências nutricionais do parasito;* xenodiagnóstico, utilizando glossinas criadas em laboratório, sendo empregado basicamente com fins de pesquisa.A pesquisa direta e as técnicas de concentração são particularmente úteis no diagnóstico da tripanossomíase rhodesiense, dada a maior parasitemia encontrada.Diagnóstico Imunológico. É empregado nas duas tripanossomíase mas, principalmente na gambiense, graças ao seu curso mais crônico. Algumas técnicas podem ser utilizadas para a detecção da resposta imunológica ao T. brucei, não constituindo, entretanto, métodos definitivos para a indicação do tratamento. Merecem destaque:* ELISA (33,46,47);* Imunofluorescência Indireta, considerada a técnica clássica, devendo ser considerados títulos superiores a 1:20 ou 1:40 (61);* Hemaglutinação, podendo ser utilizada em tubo capilar ou placa, com especial emprego nos trabalhos de campo;* Aglutinação direta de tripanossomos (CATT), no qual mistura-se uma suspensão de parasitos fixados e corados com o soro do paciente, havendo nos casos positivos, aglutinação visível a olho nu dos tripanossomos (78), podendo ser utilizado em trabalhos de campo;* Aglutinação do látex, o qual vem sendo utilizado para pesquisa de IgM no líquor, com bons resultados (39);Técnicas também utilizadas no diagnóstico de tripanossomíase rhodesienese são o Anti-parasite enzyme specific antibody assay (tem o problema de poder dar reação cruzada com Leishmania sp) e o Monoclonal antibody against a procyclic invariant antigen (Komba) e o PCR (Polymerase Chain Reaction) (71).Avaliação liquórica. O achado do parasito no líquor é difícil. Caso o paciente já tenha sido diagnosticado, a avaliação liquórica é extremamente importante na doença do sono, graças ao diferente direcionamento da terapêutica, na presença ou não de alterações do líquor:* celularidade (até 5 células/mm3 no líquor normal);* proteinorraquia (até 37 mg/dl) (71);* pesquisa de IgM (se aumentada, sugere invasão do sistema nervoso central pelo T. brucei);* presença do T. brucei.Recomenda-se antes da raquicentese, a administração de uma dose de suramina (1 ampola = 1 grama), para minorar o risco de introdução iatrogênica do parasito no líquor, durante o procedimento.Tratamento. O tratamento da tripanossomíase humana africana é complexo (pela alta incidência de graves efeitos adversos) (6,54), constituindo-se ainda em um verdadeiro desafio a busca de novos medicamentos com menor toxicidade e maior eficácia (1,19). A recuperação nutricional e metabólica do paciente deve ser considerada na abordagem terapêutica da doença, pois melhores resultados são esperados em pacientes com melhor estado geral.Os fármacos empregados na doença do sono - suramina, pentamidina, os arsenicais, eflornitina e nitrofurazona (11,12,21,31,51,67) - são indicados na dependência do período em que se encontre o paciente. As principais características dos fármacos utilizáveis na doença do sono são apresentados no quadro 21.3.(aqui entra tabla 21.3)Antes de se instituir o tratamento, é mandatória a realização de raquicentese por punção lombar para se averiguar alterações liquóricas que indiquem comprometimento do sistema nervoso central:* se o líquor estiver normal, emprega-se a suramina ou pentamidina (esta última somente para a tripanossomíase gambiense em áreas onde não tenha sido previamente utilizada como quimioprofilaxia de massa);* em casos de líquor alterado, melarsoprol (associado a suramina na tripanossomíase rhodesiense - deve-se começar a suramina antes do melarsoprol) ou eflornitina (esta somente para as infecções por T. brucei gambiense) (41,52,53). Nitrofurazona é empregada na falha terapêutica ao melarsoprol.Os percentuais de cura chegam a 90% no período hemolinfático e de 50 a 70% no período nervoso (61). Depois de seis meses de tratamento, a presença de níveis liquóricos normais de IgM, proteínas e celularidade apontam para a cura, ainda que seja necessário um seguimento de até dois anos. Podem, a despeito do tratamento, permenecerem seqüelas neurológicas.Profilaxia e controle.A doença do sono, em muitas regiões, representa um grave problema de saúde pública, engrossando as estatísticas de morbidade e mortalidade das populações assoladas. À semelhança de outras doenças tropicais, as medidas capazes de reduzir o impacto da enfermidade passam necessariamente pela organização governamental - fornecendo os subsídios para o custeio dos programas de controle - e pela participação popular. Infelizmente, em muitas localidades a conjuntura política e socioeconômica (desinformação, miséria, precárias condições de vida, falta de estrutura sanitária) não permitem o sucesso das estratégias.Em linhas gerais, temos como pilares da luta contra as tripanossomíases humanas africanas:* Identificação e tratamento precoce dos doentes, possibilitando melhores resultados na resposta aos fármacos, bem como reduzindo as fontes humanas de infecção para glossinas (isto tem particular importância na tripanossomíase gambiense, dado o longo curso da infecção e a pouca expressividade dos reservatórios animais; bem como nas epidemias por T. brucei rhodesiense); eventualmente, identificar e tratar animais domésticos também se aplica enquanto estratégia para minorar a infecção dos vetores (70).* Luta antivetorial, através da utilização de inseticidas (sob a forma de pulverização das regiões nas quais proliferam os insetos), principalmente o DDT, dieldrin e piretróides59, do uso de armadilhas com ou sem inseticidas e da desarborização das espécies vegetais nas quais vivem as glossinas, medida que pode trazer sérios efeitos em termos de desmatamento com grandes prejuízos ecológicos e econômicos, sendo portanto desaconselhada. Outra técnica em investigação é a introdução de machos esterilizados por irradiação gama, o que tem como limitante as dificuldades logísticas e de custo.* Educação sanitária, orientando-se a população quanto à endemia e sua forma de transmissão, na tentativa de afastar os agrupamentos humanos de ecótopos de glossinas, tanto em relação à circulação e deslocamentos humanos, quanto em relação à fixação para atividades agropecuárias nas áreas de ocorrência da enfermidade.* Quimioprofilaxia, Pode ser feita com o uso de pentamidina (ver quadro 23.1), devendo-se não realizá-la em áreas de tripanossomíase rhodesiense (mascaramento da fase aguda da doença). É empregada para pessoas que se expõem ao risco por um tempo limitado (por exemplo, viajantes). Em outrora, era empregada a profilaxia em massa para controle da endemia. Atualmente a quimioprofilaxia está em desuso.Referências bibliográficas.1. Atoughia J & Costa J. Therapy of human african trypanosomiasis: current situation. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, 94:221-224, 1999.2. Auregan G & Duvallet G. Un foyer de trypanosomiase humaine africaine sans glossines. Medicine Tropicale, 40: 367-371, 1980.3. Ayed Z, Brindel I, Bouteille B, Van Meirvenne N, Doua F, Houinato D, Dumas M & Jauberteau MO. Detection and characterrization of antibodies directed against neurofilament proteins in human african trypanosomiassis. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene, 57:1-6, 1997.4. Bailey JW & Smith DH. The use of the acridine orange QBC technique in the diagnosis of African trypanosomiasis. Transactions of Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene, 86:630, 1992.5. Barrett-Connor E, Ugoreta RJ & Braude I. Disseminated intravascular coagulation in trypanosomiasis. Archives of Internal Medicine, 131:574-577, 1973.6. Bertrand E, Rive J, Serie F & Kone I. Encéphalopathie arsénicale et traitment de la trypanosomaise. Médecine Tropicale, 33:385-390, 1973.7. Buyst H. The epidemiology of sleeping sickness in the historical Luangwa Valley. Annales Societé Belge Médecine Tropicale, 57:349-359, 1977.8. Cattand P, Miezan BT & de Raadt P. Human African trypanosomiasis: Use of double centrifugation of cerebrospinal fluid to detect trypanosomes. Bulletin of World Health Organization, 66:83-86, 1988.9. Cavalcanti MG, Fernandes EF, Carvalho MA, Siqueira-Batista R & Ramos Júnior AN. Imunologia. In: Huggins DW, Siqueira-Batista R, Medeiros LB & Ramos Júnior AN. Esquistossomose Mansoni. São Paulo, Grupo Editorial Moreira Jr., 1998.10. Cunningham I. New culture medium for maintenance of tsetse tissues and growth of trypanosomatids. Journal of Protozoology, 24:325-329, 1977.11. Doua F, Boa FY & Schechter PJ. Treatment of human late-stage gambiense trypanosomiasis with alpha-difluoromethylornithine (eflornithine): Efficacy and tolerance in 14 cases in Cote D\'Ivoire. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene, 37:525-533, 1987.12. Doua F & Yapo FB. Human tripanosomiasis in the Ivory Coast: therapy and problems. Acta Tropica, 54:163-168, 1993.13. Dransfield RD, Williams BG & Brightwell R. Control of tsetse flies and trypanosomiasis: Myth or reality Parasitology Today, 7:287-291, 1991.14. Duggan AJ. An historical perspective. In: Mulligan HW. The African Trypanosomiases. London: Allen and Unwin, 1970.15. Enyaru JCK, Stevens JR, Odditt M, Okuna NM & Varasco JF. Isoenzyme comparison of Trypanozoon isolates from two sleeping sickness areas of south-eastern Uganda. Acta Tropica, 55:97-115, 1993.16. Gear JHS & Miller B. The clinical manifestations of rhodesiense trypanosomiasis: An account of cases contracted in the Okavango swamps of Botswana. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene, 35:1146-1152, 1986.17. Gibson W, Mehlitz D, Lanham SM & Godfrey DG. The identification of Trypanosoma brucei gambiense in liberian pigs and dogs by isoenzymes and by resistance to human plasma. Tropenmedicine Parasitology, 29:335-345, 1978.18. Greenwood BM & Whittle HC. The pathogenesis of sleeping sickness. Transactions of Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene, 74:716-725, 1980.19. Gutteridge WE. Existing chemotherapy and its limitations. Britsh Medical Bulletin, 41:162-168, 1985.20. Hajduk SL, Adler B, Bertrand K. Molecular biology of African trypanosomes: Development of new strategies to combat an old disease. American Journal of Medical Science, 303:258-270, 1992.21. Haller L, Adams A & Merouze F. Clinical and pathological aspects of human African trypanosomiasis (T. b. gambiense) with particular reference to reactive arsenical encephalopathy. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene, 35:94-99, 1986.22. Herbert WJ, Parratt D, Van Meirvenne N, et al. An accidental laboratory infection with trypanosomes of a defined stock: II. Studies on the serological reponse of the patient and the identity of the infecting organism. Journal of Infection, 2:113-124, 1980.23. Hertz CJ & Mansfield JM. IFN-gamma-dependent nitric oxide production is not linked to resistance in experimental African trypanosomiasis. Cullular Immunology, 192:24-32, 1999.24. Herwaldt BL & Juranek DD. Laboratory-acquired malaria, leishmaniasis, trypanosomiasis, and toxoplasmosis. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene, 48:313-323, 1993.25. Hide G, Taiti A, Maudlin I & Welburn SC. The origins, dynamics and generation of Trypanosoma brucei rhodesiense epidemics in East Africa. Parasitology Today, 12:50-55, 1996. 26. Hide G, Angus SD, Holmes PH, Maudlin I & Welburn SC. Trypanosoma brucei: comparison of circulating strains in na endemic and epidemic area of a slleping sickness focus. Experimental Parasitology, 89:21-29, 1998.27. Hoare CA. The Trypanosomes od Mammals: a Zoological Monograph. Oxford, Blackwell, 1972.28. Hunter CA & Kennedy PGE. Immunopathology in central nervous system human African trypanosomiasis. Journal of Neuroimmunology, 36:91-95, 1992.29. Igreja RP, Fonseca MS, Castiñeiras TMPP, Nogueira SA, Ramos Júnior, AN & Siqueira-Batista R. Tripanossomíase humana africana. Anais do XXXIV Congresso da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical, 1998.30. Jenni L, Molyneux DH, Livesey JL & Galun R. Feeding behaviour of tsetse flies infected with salivarian trypanosomes. Nature, 283:383-384, 1980.31. Jennings FW. Combination chemoterapy of CNS trypanosomiasis. Acta Tropica, 54:205-214, 1993.32. Jordan AM. Trypanosomiasis Control and African Rural Development. London, Longmans, 1986.33. Komba E, Odiit M & Mbulamberi DB. Multicentre evaluation of an antigen-detection ELISA for the diagnosis of Trypanosoma brucei rhodesiense sleeping sickness. Bulletin of World Health Organization, 70:57-61, 1992.34. Kuzoe FAZ. Current situation of African trypanosomiasis. Acta Tropica, 54:153-162, 1993.35. Lambert PH, Berney M & Kazyumba GL. Immune complexes in serum and in cerebrospinal fluid in sleeping sickness. Correlation with polyclonal B-cell activation and with intracerebral immunoglobulin synthesis. Journal of Clinical Investigation, 67:77-85, 1981.36. Laveissiere C. Biology and control of Glossina species, vectors of human African trypanosomiasis. WHO/Vector Biology and Control Division. Geneva, 1988.37. Laveissiere C & Meda AH. Incidence of African trypanosomiais and the density of settlements in the forests of Cote d\'Ivoire: the possibility of predicting high risk areas for surveillance of disease reservoirs. Tropical Medicine International Health, 4:199-206, 1999.38. Lejon V, Buscher P, Magnus E, Moons A, Wouters I & Van Meirvenne N. A semi-quantitative ELISA for detection of Trypanosoma brucei gambiense specific antibodies in serum and cerebrospinal fluid of sleeping sickness patients. Acta Tropica, 69:151-164, 1998.39. Lejon V, Buscher P, Sema NH, Magnus E & Van Meirvenne N. Human African trypanosomiasis: a latex agglutination field teste for quantifyng IgM in cereblospinal fluid. Bulletin of World Health Organization, 76:553-558, 1998. 40. Levine RA, Wardlaw SC & Patton CL. Detection of haematoparasites using quantitative buffy coat analysis tubes. Parasitology Today, 5:132-134, 1989.41. Milord F, Loko L, Ethier L. Eflornithine concentrations in serum and cerebrospinal fluid of 63 patients treated for Trypanosoma brucei gambiense sleeping sickness. Transactions of Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene, 87:473-477, 1993.42. Molyneux DH & Jefferies D. Feeding behaviour of pathogen-infected vectors. Parasitology, 92:721-736, 1986.43. Molyneux DH. Animal reservoirs and gambian trypanosomiasis. Annales Societé Belge Médecine Tropicale, 53:605-618, 1973.44. Monnet D, Lonsdorfer A, Penali K, Valero D, Doua F, Bogui P & Yapo AE. Blood levels of protein markers of inflammation and nutrition in the meningo-encephalitis phase of human African trypanosomiasis. Bulletin Societé de Pathologie Exótique, 90:105-106, 1997.45. Myler PJ. Molecular variation in trypanosomes. Acta Tropica, 53:205-25, 1993.46. Nantulya VM. Na antigen detection enzyme immunoassay for the diagnosis of rhodesiense sleeping sickness. Parasite Immunology, 11:69-75, 1989.47. Nantulya VM, Doua F & Molisho S. Diagnosis of Trypanosoma brucei gambiense sleeping sickness using an antigen detection enzyme-linked immunosorbent assay. Transactions of Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene, 86:42-45, 1992.48. Nieman RE, Kelly JJ & Waskin HA. Severe African trypanosomiasis with spurious hypoglycemia. Journal of Infectious Disease, 159:360-362, 1989.49. Nozais JP. Mais ou est donc passée la "clé" de Kérandel. Bulletin Societé de Pathologie Exótique, 81:177-179, 1988.50. Okomo-Assoumou MC, Geffard M, Daulouede S, Chaugier C, Lemesre JL & Vincendeau P. Circulating antibodies directed against tryptophan-like epitopes in sera of patients with human African trypanosomiasis. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene, 52:461-467, 1995.51. Pepin J, Guern C & Milord F. Difluoromethylornithine for arseno-resistant Trypanosoma brucei gambiense sleeping sickness. Lancet, 2:1431-1433, 1987.52. Pepin J, Milord F, Meurice F, Ethier L, Loko L & Mpia B. Gambiense trypanosomiasis: frequency of, and risk factors for, failure of melasorprol therapy. Transactions of Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene, 88:447-452, 1994.53. Pepin J, Milord F, Khonde A, Nyonsenga T, Loko L & Mpia B. High-dose nifurtimox for arseno-resistant Trypanosoma brucei gambiense sleeping sickness: na open trial in central Zaire. Transactions of Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene, 86:254-256, 1992.54. Pepin J, Milord F, Khonde A, Nyonsenga T, Loko L, Mpia B & Wals P. Risk factors for encephalopathy and mortality during melarsoprol treatent of Trypanosoma brucei gambiense sleeping sickness. Transactions of Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene, 89:92-97, 1995.55. Pepin J. In the heart of darkeness: sleeping sickness in Zaire. Lancet, 348:1427-1430, 1996. 56. Poltera AA, Cox JN & Owor R. Pancarditis involving the conducting system and all valves in human African trypanosomiasis. Britsh Heart Journal, 38:827-837, 1976.57. Poltera AA, Owor R & Cox JN. Pathological aspects of human African trypanosomiasis (HAT) in Uganda. A post-mortem survey of fourteen cases. Virchows Archives Pathology and Histopathology, 373:249-265, 1977.58. Poltera AA. Pathology of human African trypanosomiasis with reference to experimental African trypanosomiasis and infections of the central nervous system. Britsh Medical Bulletin, 41:169-174, 1985.59. Rey L. Parasitologia. 2ª edição. Rio de Janeiro, Guanabara Koogan, 1992. 60. Robins-Browne RM, Schneider J & Metz J. Thrombocytopenia in trypanosomiasis. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene, 24:226-231, 1975.61. Rocha LAC & Cruz Ferreira FS. Tripanossomíase humana africana. In: Veronesi R & Foccacia R. Tratado de Infectologia. São Paulo, Editora Atheneu, 1997.62. Siqueira-Batista R, Storino R, Chiga ALV, Quintas LEM & Miranda Filho N. Doença de Chagas. O parasito. Ars Cvrandi Cardiologia, 5:19-32, 1993.63. Siqueira-Batista R, Quintas LEM & Vahia-Loureiro AM. O Trypanosoma cruzi. In: Siqueira-Batista R, Corrêa AD, Huggins DW. Moléstia de Chagas. Rio de Janeiro, Cultura Médica, 1996. 64. Siqueira-Batista R, Igreja RP, Viñas PA. Doença do sono (tripanossomíase humana africana). In: Siqueira-Batista R, Gomes AP, Igreja RP, Huggins DW. Medicina Tropical. Abordagem Atual das Doenças Infecciosas e Parasitárias. Rio de Janeiro, Ed. Cultura Médica, 2001.65. Stevens JR, Lanham SM, Allingham R & Gashumba JK. A simplied method for identifyng subspecies and strain groups in Trypanozoon by isoenzymes. Annals of Tropical Medicine and Parasitology, 86:9-28, 1992.66. Stevens JR & Godfrey DG. Numerical taxonomy of Trypanozoon based on polymorphism in a reduced range of enzymes. Parasitology, 104:75-86, 1992.67. Taelman H, Schechter PJ, Marcelis L. Difluoromethylornithine, an effective new treatment of Gambian trypanosomiasis: Results in five patients. American Journal of Medicine, 82:607-614, 1987.68. Tavern J & Bradley JE. Imunidade aos protozoários e vermes. In: Roitt I, Brostoff J & Male D. Imunologia. Tradução da 4a edição americana. São Paulo, Editora Manole, 1997. 69. Traub N, Hira PR & Chintu C. Congenital trypanosomiasis: Report of a case due to Trypanosoma brucei rhodesiense. East African Medical Journal, 55:477-481, 1978.70. Truc P, Aerts D, McNamara JJ. Direct isolation in vitro of Trypanosoma brucei from man and other animals, and its potential value for the diagnosis of gambian trypanosomiasis. Transactions of Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene, 86:627-629, 1992.71. Truc P, Jamonneau V, Cuny G & Frézil JL. Use of polymerase chain reaction in human African trypanosomiasis stage determination and follow-up. Bulletin of the World Health Organization, 77:745-748, 1999.72. UNDP/World Bank/WHO. African trypanosomiasis. In: Tropical disease research. Geneva, WHO, 1985.73. Van Meirvenne N & Le Ray D. Diagnosis of African and American trypanosomiasis. Britsh Medical Bulletin, 41:156-161, 1985.74. Vickerman K. Developmental cycles and biology of pathogenic trypanosomes. Britsh Medical Bulletin, 41:105-114, 1985.75. Wery M, Mulumba PM & Lambert PH. Hematologic manifestations, diagnosis, and immunopathology of African trypanosomiasis. Seminars in Hematology, 19:83-92, 1982.76. World Health Organization. Epidemiology and control of African trypanosomiasis: Report of a WHO expert committee. WHO Techinical Report Series, 739:1-127, 1986.77. World Health Organization. Control and surveillance of African trypanosomiasis. Report of a WHO expert committee. WHO Techinical Report Series, 881:1-114, 1998.78. Zillmann U & Albiez EJ. The Testryp CATT (card agglutination test for trypanosomiasis): A field study on gambiense sleeping sickness in Liberia. Tropical Medicine and Parasitology, 37:390-392, 1986.