Acanthamoeba: Ecoepidemiology, Biology, Ultrastructure, Pathogenesis and Diagnosis in Humans

Abstract
This study presents findings on the protozoan Acanthamoeba in relation to its morphology, laboratory diagnosis, pathology in man, ecoepidemiological aspects and resistance to chlorine. Acanthamoeba was isolated from household water tanks (28.6%), in indoor swimming pools (71%), and in all samples collected from the Arroyo Napostá which crosses Bahía Blanca city, Argentina. However, it was not detected in tap water. It was also isolated from a keratitis patient for the first time in Bahía Blanca. As for chlorine cysticidal action, growth was inhibited only after a 3-hour exposure to 60 ppm chlorine. No further isolation of Acanthamoeba has been performed on other biological samples. The ultrastructure of regional strains of Acanthamoeba was documented and molecular typification of a strain isolated from a keratitis patient has been carried out. Although keratitis is a disease of low prevalence, its ethiological diagnosis is low cost and easily executed, herefore it is justified to make a fast and opportune isolation of Acanthamoeba in patients with this pathology. Direct observation sensitivity by optical microscopy reached 11.43% in comparison with cultures. A list of recommendations was also prepared for contact lens wearers.

Key words
Acanthamoeba, keratitis, free living amoeba, protozoa

Artículo completo
Introducción

Los protozoos pertenecientes al género Acanthamoeba son amebas que pueden cumplir su ciclo completamente en la naturaleza, en forma libre (de allí su nombre de amebas de vida libre [AVL]), aunque también tienen capacidad para adaptarse, bajo determinadas circunstancias, a la vida parasitaria, produciendo enfermedades en hombres y animales (especies anfizoicas). Son de amplia distribución ambiental.

En 1913 Pushkarew¹ aisló Amoeba polyphagus del polvo ambiental, la que en 1967, Page reclasifica como Acanthamoeba polyphaga.² Castellani, en 1930,³ descubre otra ameba en un cultivo de Cryptococcus pararoseus, la que fue ubicada en el género Hartmanella con el nombre de Hartmanella castellanii.

Un año después, Volkonsky⁴ crea el género Acanthamoeba, que agrupa amebas con quistes de doble pared, una interna y lisa y otra externa y rugosa, y husos notables en la mitosis.

Durante los años siguientes varios autores discutieron sobre cuáles eran los criterios más confiables para la identificación genérica.^5-7 En 1967,^2,8 Page publica los resultados obtenidos del estudio de varias cepas de Acanthamoeba, y concluye que la presencia de acantópodos y la morfología del quiste son criterios suficientes para determinar el género.

Los trofozoítos de Acanthamoeba presentan, según nuestras mediciones, un tamaño entre 7.5 µm y 40 µm. Al microscopio óptico, se puede observar la emisión de acantópodos (proyecciones citoplasmáticas espinosas), seudópodos, un núcleo refringente y vacuolas de exclusión de agua.

El quiste varía entre 5 µm y 20 µm de diámetro. Está rodeado por una doble pared: una externa, que puede ser ondulada o lisa (exoquiste), y otra más interna (endoquiste), que puede tener forma estrellada, poliédrica o esférica. Estas paredes se fusionan en determinadas zonas formando los ostiolos, que representan la puerta de salida del trofozoíto, cuando las condiciones medioambientales y nutricionales aseguran subsistencia y reproducción para el trofozoíto^9-11 (Figura 1).







Sobre la base del tamaño y la morfología de los quistes, Pussard y Pons, en 1977,¹² implementaron un sistema de clasificación grupal de las especies pertenecientes al género Acanthamoeba. El Grupo I está caracterizado por quistes grandes (> 18 µm) con endoquiste estrellado y ectoquiste esférico; el Grupo II, presenta quistes más pequeños (< 18 µm), endoquiste poligonal y ectoquiste arrugado, y el Grupo III, con quistes de menor tamaño (< 18 µm), se caracteriza por un endoquiste redondo o suavemente angular y un ectoquiste ligeramente arrugado.

Si bien continúan vigentes, todos estos criterios de clasificación morfológica están siendo reemplazados por métodos de biología molecular y, sobre la base de técnicas de amplificación y secuenciación del material genético de las especies de Acanthamoeba, se implementó una nueva división en genotipos. En la actualidad este género se divide en 15 genotipos diferentes, denominados T1 a T15. Muchos autores consideran esta nomenclatura más acertada que la identificación de especie, y la utilizan como criterio de tipificación.^13-15

El potencial patogénico de este género se descubrió recién en 1958,¹⁶ cuando Culbertson realizaba ensayos con la vacuna de la poliomielitis y halló una contaminación en sus cultivos que producía efectos citopáticos sobre las células. La inoculación del sobrenadante de los cultivos contaminados en monos y ratones condujo a la muerte de los animales por encefalitis. Se observaron tanto trofozoítos como quistes de amebas en estos cultivos, que posteriormente fueron identificados como pertenecientes al género Acanthamoeba, la especie fue denominada A. culbertsonii.¹⁷ Este descubrimiento reveló la posibilidad de que estas amebas pudieran comportarse como patógenas para el hombre y despertó el interés en su estudio.

Acanthamoeba spp. puede afectar a personas inmunodeprimidas produciendo encefalitis granulomatosa amebiana (EGA)¹⁸, la cual muchas veces se puede confundir con meningitis viral, ya que el líquido cefalorraquídeo (LCR) es bacteriológicamente estéril.^19-21 En estos pacientes puede ocasionar también cuadros de sinusitis²² o cutáneos (acanthamoebosis cutánea),²³ que pueden representar la vía de entrada de la ameba al hospedero, o ser manifestaciones de una infección diseminada. En ambos casos es importante su diagnóstico certero y urgente, para prevenir la rápida afección del sistema nervioso central.²⁰

El sistema inmunitario del ser humano dispone de varias herramientas para defenderse de estos agentes infecciosos: en primer lugar, un alto porcentaje de la población, aproximadamente 87%, tiene anticuerpos contra Acanthamoeba con un título elevado.²⁴ Se cree que, debido a su amplia distribución ambiental, todas las personas están expuestas a estas amebas, con la consiguiente producción de anticuerpos. La inmunidad celular sería suficientemente efectiva para su eliminación del organismo, y los macrófagos, capaces de fagocitarlas y digerirlas. Por otra parte, Acanthamoeba activa el complemento de forma alternativa, sin necesidad de la presencia de anticuerpos, ésta es otra vía de eliminación. Sin embargo, existen tejidos donde esa protección es insuficiente, como ocurre en la córnea, en la que el sistema inmunitario está limitado.¹⁵

En el individuo inmunocompetente, el único tejido que hasta el momento fue encontrado infectado por Acanthamoeba es la córnea, donde produce queratitis amebiana (QA). Esta afección se caracteriza por ser extremadamente dolorosa, con ulceración del epitelio corneal y compromiso importante de la visión. Para que la infección se produzca es necesario que en la córnea existan microlesiones, como las que se pueden generar por el uso de lentes de contacto, lo que representa su principal factor de riesgo,²⁵ al igual que profesiones como la de albañil, soldador, jardinero, desempeñadas sin la debida protección ocular.

En 1972²⁶ se registró el primer caso confirmado de encefalitis granulomatosa amebiana (EGA); el primer caso de QA fue documentado por Nagington en 1974,²⁷ y desde entonces se ha incrementado el número de casos, paralelamente al aumento de usuarios de lentes de contacto.²⁵

En la Argentina no existen registros de EGA causada por Acanthamoeba y sólo encontramos un total de 26 casos de QA publicados: 16 en Mendoza,²⁸ 5 en Santa Fe,²⁹ 2 en Bahía Blanca^30,31 y 3 en el resto de la provincia de Buenos Aires.^32-34

En el mundo, la mayoría de los casos de infección del SNC son diagnosticados post mortem, y muchas veces ni siquiera se logra el diagnóstico diferencial. Esto se debe principalmente al desconocimiento de estos protozoos como agentes de encefalitis letal.²¹

Para las infecciones oculares, si bien en distintos puntos del país existen profesionales familiarizados con este tipo de lesiones, la mayoría de las veces los casos llegan a su consulta con mucho tiempo de evolución, en virtud de haber sido diagnosticados primariamente en forma errónea, y por lo tanto, con pocas probabilidades de recuperación.

Los CDC de los Estados Unidos declararon las infecciones causadas por AVL como enfermedades de registro obligatorio, ya que las consideran enfermedades emergentes, dado que su blanco principal son los pacientes inmunodeprimidos, población que ha crecido significativamente en las últimas décadas.

El diagnóstico oportuno de estas infecciones es necesario para la instauración inmediata del tratamiento, ya que en los casos de EGA se puede salvar la vida del paciente, y en las QA, evitar la pérdida de la visión.

Acanthamoeba forma quistes que son extremadamente resistentes a la desecación, cambios de temperatura, agentes químicos utilizados en el tratamiento de las aguas de consumo e incorporados en los líquidos de lavado de las lentes de contacto, como también son difíciles de eliminar aun con las biguanidas utilizadas para el tratamiento de la QA. Esta resistencia puede deberse a la doble pared que lo recubre, aislando al parásito del medio exterior, formada por un exoquiste proteico y un endoquiste constituido por celulosa y lipoproteínas.^35,36

Los quistes de Acanthamoeba son muy resistentes a las bajas temperaturas y a la desecación, llegan a conservar su viabilidad por más de 20 años a 4°C.^37,38 Las temperaturas superiores a 60°C, durante 10 minutos, eliminan tanto los quistes como los trofozoítos.¹⁵

Al investigar la efectividad de las distintas soluciones salinas, desinfectantes y limpiadoras de lentes de contacto comercializadas, Brandt y col.³⁹ demostraron que ninguna podía eliminar quistes de Acanthamoeba en menos de 6 horas de exposición, tiempo que es mucho mayor que el sugerido por los fabricantes como suficiente para poder reutilizar las lentes. Además, las soluciones más efectivas en la eliminación de los quistes fueron las que poseían H₂O₂ como desinfectante.^39,40

El cloro es el agente más común utilizado en el tratamiento de las aguas de consumo y recreación, no obstante, los quistes de Acanthamoeba son muy resistentes a su acción. De Jonckheere⁴¹ documentó que las especies patógenas son más resistentes que las cepas ambientales. En sus ensayos, la cepa patógena resistió 40 ppm de cloro por 24 horas conservando su viabilidad, mientras que la cepa ambiental toleró 8 ppm por 24 horas y sus quistes fueron eliminados por exposición a 16 ppm de cloro por sólo una hora.

El objetivo de este trabajo fue presentar nuestros resultados sobre investigaciones relacionadas con Acanthamoeba, su prevalencia en piletas de natación y medio ambiente, casos clínicos, resistencia al cloro y morfología por microscopia óptica y electrónica, con el objeto de alertar a los profesionales de la salud sobre las enfermedades que produce, las técnicas de cultivo y aislamiento, y los diferentes métodos aplicables para su identificación en los laboratorios de análisis clínicos.


Materiales y métodos

Las técnicas para aislamiento y cultivo de Acanthamoeba y otras AVL fueron publicadas por Page en 1976,⁴² y aún hoy representan la metodología de elección por su bajo costo y sencillez, tanto para muestras ambientales como biológicas, ya que se pueden implementar en cualquier laboratorio de análisis clínicos, aun de baja complejidad.


Cultivo

Para el aislamiento de Acanthamoeba se utilizó agar no nutritivo (ANN), en placas de Petri, 1.5% en solución salina de Page, esterilizado en autoclave a 121°C durante 15 min. Sobre el ANN solidificado y a temperatura ambiente se agregaron 500 µl de una suspensión de Escherichia coli en solución de Page y sobre éstas se colocó la muestra a analizar. Debido a que Acanthamoeba y otras AVL son ubicuas, para evitar contaminaciones es de extrema importancia realizar la toma de muestra, la siembra y los pasos posteriores en condiciones de esterilidad, en ambientes cerrados y sin circulación de aire.

Una vez realizada la siembra, las placas fueron incubadas en estufa a 37°C. Para detectar desarrollo se observó, a partir de transcurridas 48 h al microscopio óptico, entre porta y cubreobjetos, diariamente durante los primeros 7 días, y cada 48 h en la semana posterior. De no existir desarrollo, la placa se descarta como negativa a los 15 días de incubación.

Para diferenciar el género Acanthamoeba de Naegleria (otra AVL que suele estar presente en el agua de climas cálidos) y debido a su similitud morfológica al microscopio óptico, a las 48 h realizamos la prueba de transformación amebo-flegelar. Para ello, partimos del cultivo de la cepa aislada en ANN, a la que se le agregan 3 ml de agua destilada estéril a temperatura ambiente, se incubó en estufa a 37°C y se observó, entre porta y cubreobjetos, a las 2, 4 y 6 h; si se visualizaban trofozoítos flagelados, móviles, la especie aislada hubiese correspondido al género Naegleria, si los trofozoítos conservan su forma ameboide pertenecían al género Acanthamoeba⁴³ ya que, como se expuso más arriba, el este género posee características morfológicas propias que permiten su identificación.


Tipos de muestras estudiadas

Ambientales. Se trabajó con agua de diferentes sitios de la ciudad de Bahía Blanca colectadas en envases estériles: del arroyo Napostá, que cruza toda la ciudad (n = 9); de piscinas cubiertas (7 piscinas, de las cuales se tomaron 4 muestras de cada una: del fondo, de superficie, de raspado de pared y otra para análisis bacteriológico, por estación climática; n total = 84 muestras), y de consumo (n = 14 de tanques y n = 12 de agua de grifo); en el laboratorio se dejaron reposar entre 18 y 24 h. Transcurrido ese período se descartó parte del sobrenadante reteniendo un volumen aproximado de 40 ml; este remanente se centrifugó en tubos plásticos con tapa estériles, durante 10 min a 2 000 rpm, utilizándose para sembrar en ANN 100 µl del sedimento.

Biológicas. Se estudiaron 109 muestras de pacientes: contenido vaginal (n = 7), exudado uretral (n = 2), LCR (n = 2), esputo (n = 4), aspirados bronquiales (n = 13), biopsias (n = 14), secreciones oculares (n = 6) y otros líquidos de punción (n = 61). Entre 2007 y 2009 estudiamos 4 biopsias de córnea.

Otras. Diferentes soluciones desinfectantes de uso habitual en laboratorio y quirófano: alcohol, solución de yodo y jabón de mano (n = 13).

En todas las muestras, y previo al cultivo, se realizó la observación directa, en fresco, al microscopio óptico, para la búsqueda de quistes y trofozoítos sin colorear, y también utilizando como colorante de contraste tinta china negra.

Para la identificación molecular, en el caso de biopsia de córnea, utilizamos la técnica de reacción en cadena de la polimerasa (PCR) con los primers JDP1 y JDP2, específicos para este género, los cuales amplifican una región del ADN ribosomal (18S rADN).¹⁴

Para evaluar la sensibilidad del cultivo frente al examen en fresco, se obtuvieron quistes de Acanthamoeba de un cultivo en medio MYAS, y se concentraron por centrifugación. Se realizaron recuentos en cámara hasta obtener una suspensión de 2.4 x 10⁵ quistes/ml. Posteriormente se realizaron diluciones seriadas hasta una concentración de 2.4 x 10^-2. Sobre estas diluciones se realizaron = observación directa sin colorear y con tinta china (partes iguales de suspensión de quistes y tinta china) al microscopio óptico.


Resistencia al cloro

Con la finalidad de determinar el comportamiento de las cepas aisladas, evaluamos la resistencia de los quistes de Acanthamoeba a diferentes concentraciones de cloro comercial. Se comparó una cepa patógena (aislada por nosotros de un paciente con queratitis acathamoebiana) con una cepa aislada de una muestra de agua de una piscina cubierta.

Se prepararon diluciones de cloro comercial (24, 36, 48 y 60 ppm) en agua desionizada estéril y se agregaron 1.3 x 10⁵ quistes/ml de ambos aislamientos (córnea y piscina) mantenidos en medio MYAS. A los 30 min y hasta las 48 h se tomaron alícuotas y se les agregó un cristal de tiosulfato de sodio para detener la acción del cloro. Estos tubos se centrifugaron 15 min a 2 000 rpm y se descartó el sobrenadante. Los pellets se sembraron en ANN como se describió precedentemente. Se evaluó la capacidad de desarrollo a partir de las 48 h de incubación. Las muestras fueron consideradas negativas cuando no hubo crecimiento después de 15 días de incubación. Las concentraciones de cloro en las que no se registró desarrollo se consideraron con actividad quisticida positiva.


Microscopia electrónica

Para microscopia electrónica de transmisión (TEM), 20 ml de cultivo de Acanthamoeba en medio MYAS centrifugado a 2 000 rpm 15 min y luego de descartar el sobrenadante, se fijó con glutaraldheído 2% en solución de Page. Posteriormente, a 4°C, se efectuó la posfijación con OsO₄ 1%. A continuación se lavó con Page y luego con buffer maleato, y se colocó en solución de acetato de uranilo 0.5% en buffer maleato. Posteriormente se deshidrató con etanol 25, 50 y 75%. Se dejó 24 horas a 4°C y luego se finalizó con deshidratación en etanol al 100%. El pellet final fue incluido en resina Spurr. Los cortes ultrafinos se contrastaron con acetato de uranilo y citrato de plomo. Las observaciones fueron realizadas utilizando microscopio electrónico de transmisión JEOL 100 CXII a 80 KV. Las micrografías fueron tomadas con SO-163 Kodak electrón Image-film.^44,45


Resultados
Piscinas cubiertas. En 5 de las 7 piscinas estudiadas aislamos este protozoo (71%) en al menos, una época del año. De las 84 muestras de agua colectadas en dichas piscinas, en el 26% se aisló Acanthamoeba. Para estas muestras todas las observaciones directas realizadas fueron negativas^46,47 (Figura 2).







Arroyo Napostá. en el 100% de las muestras se aisló Acanthamoeba, la observación directa fue positiva sólo en el 44% de ellas^47,48 (Figura 2).

Agua de consumo. Se aisló Acanthamoeba en el 28.6% de los tanques domiciliarios de agua para consumo,^47,48 mientras que en las muestras tomadas de grifos conectados en forma directa a la red de distribución de agua potable, sin pasar por el tanque intermediario, no se identificó presencia del protozoo (Figura 2).

Con referencia a los grupos hallados, según la clasificación de Pussard y Pons,¹² en las piscinas encontramos: 15 aislamientos pertenecientes al Grupo II y 7 al Grupo III. Para aguas del arroyo Napostá: 2 cepas del Grupo II y 7 del Grupo III, mientras que para las muestras de tanques domiciliarios, 2 muestras correspondieron al Grupo II y otras 2 al Grupo III.


Muestras biológicas

Biopsias de córnea: solo una resultó positiva para Acanthamoeba, correspondiente a un paciente con queratitis. Se trató del primer caso confirmado por diagnóstico etiológico en Bahía Blanca, con aislamiento del parásito y tipificación molecular.³⁰

Todas las otras muestras biológicas (LCR, contenido vaginal, etc.) que se analizaron hasta la fecha arrojaron resultado negativo para Acanthamoeba.


Sensibilidad de las observaciones directas y los cultivos

Los cultivos en ANN resultaron positivos hasta la concentración de 2.4 x 10¹ quistes/ml. A las concentraciones de 2.4 a 2.4 x 10^-2 quistes/ml los cultivos resultaron negativos.

La observación directa en fresco (sin teñir) resultó positiva hasta una concentración de 2.4 x 10³ quistes/ml. Si bien el agregado de tinta china a la suspensión no aumentó la sensibilidad, facilitó la detección de los quistes, disminuyendo, significativamente, el tiempo de observación microscópica. El agregado de tinta a la suspensión resulta en una tinción negativa de la muestra, observándose los quistes refringentes, sin teñir, sobre un fondo negro (Figura 3).







Al comparar los resultados obtenidos en los exámenes directos realizados, encontramos que la sensibilidad de la observación directa por microscopia óptica fue de 11.43%, frente a los cultivos positivos.

Los resultados referidos a la acción quisticida del cloro, mostraron, en la cepa aislada de piscina, que las concentraciones de 24, 36 y 48 ppm no lograron inhibir el crecimiento dentro de las 24 horas de observación, mientras que con 60 ppm la actividad acanthamoebicida se evidenció a partir de las 3 horas de exposición.

Para la cepa aislada de la biopsia de córnea, con 24 y 36 ppm se observó desarrollo hasta las 6 horas de exposición, mientras que con 48 y 60 ppm hasta las 3 horas (Figura 4).







TEM. Los quistes y trofozoítos de Acanthamoeba presentaron citoplasma con numerosas mitocondrias, vacuolas de exclusión de agua, vacuolas digestivas de contenido amorfo, gotas de aspecto lipídico y núcleo único con nucléolo central; complejo de Golgi y retículo endoplasmático bien visibles. En los trofozoítos se visualizaron numerosos acantópodos; por debajo de la membrana plasmática se observó una zona citoplasmática hialina: el ectoplasma. Las vacuolas de exclusión de agua estaban distribuidas por todo el citoplasma, rodeadas por mitocondrias alargadas o esféricas, en la mayoría de los casos. Los quistes maduros estaban rodeados de un exoquiste, separado del endoquiste por un espacio, excepto en los ostiolos, donde las membranas se unían. El citoplasma se observó denso (deshidratado) con mitocondrias y algunos autofagosomas. El estudio de la ultraestructura de Acanthamoeba, la ubicación de las mitocondrias y la organización de la pared quística ayudaría a comprender mejor su resistencia en el medio (Figura 5).







Conclusiones

De lo expuesto, y con referencia al método de aislamiento para confirmación parasitológica, verificamos que los cultivos son 88.57% más sensibles que las observaciones directas, y que su realización es la mejor metodología para diagnosticar contaminaciones o infecciones por Acanthamoeba. La coloración de contraste con tinta china, si bien no aumenta la sensibilidad del método directo, disminuye significativamente el tiempo de observación y facilita la detección de formas quísticas, no así para formas activas de trofozoíto, sobre las que el colorante no actúa.

El haber demostrado la presencia de Acanthamoeba en el 28.6% de los tanques domiciliarios de agua de consumo (en las muestras de agua de grifos conectados directamente a la red de agua potable, sin pasar por el tanque intermediario, no se detectó este protozoo), estaría indicando falta de higiene de los depósitos de agua, o bien que están expuestos a la intemperie, sin la tapa correspondiente. De esto surge la importancia de la limpieza periódica de los mencionados reservorios domésticos de agua para consumo y de que conserven la tapa en condiciones. Asimismo, de ello también surge la necesidad de no recomendar la utilización de agua para la limpieza de las lentes de contacto.

Con referencia a la acción quisticida del cloro, la especie de Acanthamoeba patógena (aislada del paciente con queratitis) mostró mayor sensibilidad a la acción del cloro que la especie aislada de piscina. En ambos casos, para obtener efecto amebicida fueron necesarias concentraciones de cloro muy superiores a las permitidas en el tratamiento del agua de red (hasta 0.2 ppm) y de recreación (hasta 2 ppm), por lo cual el tratamiento con cloro no resulta útil, en forma directa, para su prevención y control, lo que ratifica los hallazgos de De Jonckheere;⁴¹ pese a que en nuestro caso, la cepa ambiental resultó ser más resistente frente al cloro que la patógena. Al ser el agua una de las principales fuentes de diseminación de estos quistes y dada su extrema resistencia a la cloración, se recomienda la limpieza periódica de los reservorios de agua (tanques, piscinas, etc.), así como una buena calidad microbiológica, ya que la presencia de bacterias favorece el desenquistamiento de Acanthamoeba.

Las microfotografías mostradas confirman los resultados de Bowers y Korn,^10,11 que demuestran que la ultraestructura de los trofozoítos de Acanthamoeba no difiere significativamente de la de otras células eucariotas. Además, observar las características estructurales del quiste ayuda a comprender su comportamiento, ya que su doble pared nos explicaría su resistencia en el ambiente. La formación de quistes frente a situaciones de crecimiento adversas como estrategia de supervivencia es compartida con otros protozoos, lo que le permite resistir ambientes hostiles y conservar su capacidad infectiva. El conocimiento de la ultraestructura de Acanthamoeba, la ubicación de las mitocondrias y la organización de la pared quística, ayudarían a comprender mejor su comportamiento. La ausencia, hasta el momento, de Acanthamoeba en otras muestras biológicas sustenta la posibilidad de que solamente produzca las enfermedades señaladas.


Medidas preventivas para queratitis por Acanthamoeba

Manipular las lentes de contacto (LC) con las manos limpias y secas. Lavar las LC y su estuche diariamente con soluciones adecuadas a tal fin, respetando las indicaciones del oftalmólogo. Los líquidos de lavado deben conservarse en su envase original, cerrados y al reparo de corrientes de aire. Debe recordarse que los líquidos de lavado comerciales contienen sustancias que dificultan que estos protozoos puedan sobrevivir. En caso de no tener el líquido de lavado comercial, excepcionalmente las LC o los envases, pueden lavarse con agua de red previamente hervida 2 a 3 minutos. En lo posible, no practicar deportes acuáticos ni baños de inmersión con las lentes puestas. En caso de hacerlo, limpiarlas inmediatamente de manera adecuada. No usar las LC por periodos prolongados y respetar las indicaciones del contactólogo. Ante cualquier molestia o lesión interrumpir el uso de las lentes y consultar a un oftalmólogo. Para el caso de soldadores, jardineros u otras profesiones susceptibles de sufrir daños en el ojo, en caso de lesión no lavarse los ojos con agua de la canilla, acequias o ríos: concurrir al oftalmólogo. Recordar que Acanthamoeba vive en el medio ambiente (aguas, tierra, polvo en suspensión, etc.) y por ello se la llama ameba de vida libre, y que ocasionalmente “parasitan” (aproximadamente sólo ocho especies serían las peligrosas y solamente bajo determinadas circunstancias). Los quistes son muy resistentes al cloro, razón por la cual pueden sobrevivir en agua de consumo y de piscinas. Se necesitan altas concentraciones de cloro para matarlos. Son muy resistentes en el medio ambiente (hasta 24 años en heladera) en forma de quiste. Si se hace uso de natatorios, controlar que estén limpios, que el agua no esté turbia.

Bibliografía del artículo


1. Pushkarew BM. Über die Verbreitung der Süsswasser protozoen durch die Luft. Arch Protistent 23:323-362, 1913.
2. Page FC. Re-definition of the genus Acanthamoeba with descriptions of three species. J Protozool 14:709-724, 1967.
3. Castellani A. An amoeba found in culture of yeast: preliminary note. J Trop Med Hyg 33:160, 1930.
4. Volkonsky M. Hartmanella castellanii Douglas, et classification des hartmannelles. Arch Zool Exp Gen 72:317-339, 1931.
5. Singh BN. Nuclear division in nine species of small free living amoebae and its bearing on the classification of the order Amoebida. Phil Trans R Soc Lond [Biol] 236:405-461, 1950.
6. Singh BN, Das SR. Studies on pathogenic and nonpathogenic small free-living amoebae and the bearing of nuclear division on the classification of the order Amoebida. Philos Trans R Soc Lond [Biol] 259:435-476, 1970.
7. Pussard M. Le genere Acanthamoeba Volkonsky 1931 (Hartmannellidae-Amoebida). Protistologica 2:71-93, 1966.
8. Page FC. Taxonomic criteria for limax amoebae, with descriptions of 3 new species of Hartmannella and 3 of Vahlkampfia. J Protozool 14:499-521, 1967.
9. Byers TJ. Growth, reproduction, and differentiation in Acanthamoeba. Int Rev Cytol 61:283-338, 1979.
10. Bowers B, Korn ED. The fine structure of Acanthamoeba castellanii. I. The trophozoite. J Cell Biol 39:95-111, 1968.
11. Bowers B, Korn ED. The fine structure of Acanthamoeba castellanii (Neff strain). II. Encystment. J Cell Biol 41:786-805, 1969.
12. Pussard M, Pons R. Morphologies de la paroi kystique et taxonomie du genre Acanthamoeba (Protozoa, Amoebida). Protistologica 13:557-610, 1977.
13. Stothard DR, Schroeder-Diedrich JM, Awwad MH y col. The evolutionary history of the genus Acanthamoeba and the identification of eight new 18s rRNA gene sequence types. J Euk Microbiol 45:45-54, 1998.
14. Schroeder JM, Booton GC, Hay J y col. Use of subgenic 18S ribosomal DNA PCR and sequencing for genus and genotype identification of Acanthamoebae from humans with keratitis and from sewage sludge. J Clin Microbiol 39:1903-11, 2001.
15. Khan NA. Acanthamoeba: biology and pathogenesis. Caister Academic Press, Norfolk, UK. ISBN:978-1-904455-43-1, 2009.
16. Culbertson CG, Smith JW, Miner JR. Acanthamoeba observation on animal pathogenicity. Science 127:1506, 1958.
17. Culbertson CG, Smith JW, Cohen HK, Miner JR. Experimental infection of mice and monkeys by Acanthamoeba. Am J Pathol 35:185-197, 1959.
18. Scaglia M. Human pathology caused by free-living amoebae. Ann Ist Super Sanita 33(4):551-66, 1997.
19. Khan NA. Acanthamoeba: biology and increasing importance in human health. FEMS Microbiol Rev 30:564-95, 2006.
20. Marciano-Cabral F, Cabral G. Acanthamoeba spp. as agents of disease in humans. Clin Microbiol Rev 16(2):273-307, 2003.
21. Visvesvara GS, Moura H, Schuster FL. Pathogenic and opportunistuc freee-living amoeba: Acanthamoeba spp., Balamuthia mandrillaris, Naegleria fowleri and Sappinia diploidea. FEMS Inmunol Med Microbiol 50:1-26, 2007.
22. Dunand VA, Hammer SM, Rossi R y col. Parasitic sinusitis and otitis in patients infected with human immunodeficiency virus: report of five cases and review. Clin Infect Dis 25:267-272, 1997.
23. Helton J, Loveless M, White CR. Cutaneous Acanthamoeba infection associated with leukocytoclastic vasculitis in an AIDS patient. Am J Dermatopathol 15:146-149, 1993.
24. Brindley N, Matin A, Khan NA. Acanthamoeba castellanii: High antibody prevalence in racially and ethnically diverse populations. Exp Parasitol 121(3):254-256, 2009.
25. Niederkorn JY, Alizadeh A, Leher H, McCulley JP. The pathogenesis of Acanthamoeba keratitis. Microbes and Infection 437-43, 1999.
26. Jager BV, Stamm WP. Brain abscesses caused by free living amoeba probably of the genus Hartmannella in a patient with Hodgkin's disease. Lancet II:1343-1345, 1972.
27. Nagington J, Watson PG, Playfair TJ y col. Amoebic infections of the eye. Lancet II:1537-1540, 1974.
28. Lucchesi O, Santos G, Tonelli R, Jercic Lara M, Carrizo LC, Salomón MC. Presencia de Acanthamoeba en muestras ambientales de Mendoza. Identificación por caracterización morfológica y confirmación por técnica de PCR. Jornadas de Investigación 2010. Universidad Nacional de Cuyo. Disponible en: fcm.uncu.edu.ar/jornadas2010/index.php/articulos/view/97.
29. Nardin ME, Nagel AA, Escobar A, Méndez E. Queratits por Acanthamoeba sp.: Nuestra experiencia. VIII Congreso Argentino de Protozoología y Enfermedades Parasitarias. Rev Méd Rosario (Supl.1)74:38-37, 2008.
30. Gertiser ML, Giagante E, Sgattoni E y col. Queratitis por Acanthamoeba sp.: primer caso confirmado por aislamiento y tipificación molecular, en Bahía Blanca, provincia de Buenos Aires, Argentina. Rev Argent Microbiol 40(2), en prensa, 2010.
31. Bermúdez G. Una ameba le comió la córnea: Una mujer lavó una lente de contacto con agua de la canilla y un parásito le infectó el ojo. La Nueva Provincia. 7/4/2010. Disponible en: www.lanueva.com/archivo/nota/c58313ded7/6/58009.html.
32. Latapie LB, Cremona G, Carrasco MA y col. Queratitis inflamatoria por Acanthamoeba spp. Análisis estructural por microscopia electrónica de transmisión. Parasitol Latinoam 58:159-65, 2008.
33. D' Alessandr, LP, Rosetti S. Queratitis por Acanthamoeba en un paciente usuario de solución multipropósito de limpieza de lentes de contacto: primer caso en Argentina. Oftalmol Clin Exp 1:29-31, 2007.
34. González Moccia HJ, Iesari YI, Luchessi G. Queratitis por Acanthamoeba. Caso clínico. Revista electrónica de PortalesMedicos.com. Publicado el 14/4/09. Disponible en: www.portalesmedicos.com/publicaciones/articles/1425/1/Queratitis-por-Acanthamoeba-Caso-clinico.html.
35. Neff RJ, Neff RH. The biochemistry of amoebic encystment. Symp Soc Exp Biol 23:51-81, 1969.
36. Rubin RW, Hill MC, Hepworth P, Boehmer J. Isolation and electrophoretic analysis of nucleoli, phenol-soluble nuclear proteins, ans outer cyst walls from Acanthamoeba castellanii during encystations initiation. J Cell Biol 68:740-751, 1976.
37. Mazur T, Hadas E, Iwanicka I. The duration of the cysts stage and the viability and virulence of Acanthamoena isolates. Trop Med Parasitol 46:106-108, 1995.
38. Sriram R, Shoff M, Booton G, Fuerst P, Visvesvara GS. Survival of Acanthamoeba cysts after desiccation for more than 20 years. J Clin Microbiol 46(12):4045-4048, 2008.
39. Brandt FH, Ware DA, Visvesvara GS. Viability of Acanthamoeba cysts in ophthalmic solutions. Appl Environ Microbiol 55(5):1144-1146, 1989.
40. Hughes, Kilvington. Comparison of hydrogen peroxide contact lens disinfection systems and solutions against Acanthamoeba polyphaga. Antimicrob Agents Chemother 45(7):2038-2043, 2001.
41. De Jonckheere J, Van de Voorde H. Differebces in destruction of cysts of pathogenic and nonpathogenic Naegleria and Acanthamoeba by chlorine. Appl Environ Microbiol 31(2):294-297, 1976.
42. Page WC. An ilustrated key to freshwater and soild amoebae, with notes on cultivation and ecology. Fresh Boil Ass Sci Publ 34:1-155, 1976.
43. Molet B, Kremer M. Techniques d'études et criteres morphologiques pour l' identification des amibes libres. Bull Soc Sci Vet Med Comp Lyon 78:215-24, 1976.
44. Costamagna SR, Sorrivas V, Prado Figueroa M. Processing Trichomonas vaginalis for scanning electron microscopy. Microscpy Res and Techn 35(4):357-358, 1996.
45. Costamagna SR, Prado Figueroa M. On the ultrastructure of Trichomonas vaginalis: cytoskeleton, endocitosis and hidrogenosomes. Parasitol al día 25(3-4):100-108, 2001.
46. Gertiser ML, Visciarelli E, Basabe N, Pérez MJ, Costamagna SR. Aislamiento de Acanthamoeba spp. de piscinas cubiertas de la ciudad de Bahía Blanca, provincia de Buenos Aires, Argentina. Acta Bioquím Clín Latinoam, en prensa, 2010.
47. Gertiser ML, Visciarelli EC, Costamagna SR y col. Amebas de vida libre en Bahía Blanca, provincia de Buenos Aires, Argentina. Congreso Argentino de Protozoología y Enfermedades Parasitarias. Rev Méd Rosario (Supl.1)74:35-36, 2008.
48. Gertiser ML, Basabe NE, Rivero F, y col. Morfología, morfometría y tipificación molecular de amebas de vida libre aisladas en el sudoeste bonaerense y en Chubut, Argentina. Primeras Jornadas Bioquímicas del Sudoeste Bonaerense. Revista de la Asociación Médica de Bahía Blanca 19(Supl.1):30-31.