Role of Monitoring Thiopurine Methyltransferase (TPMT) Activity to Adjust Dosages of Azathioprine or Mercaptopurine

Abstract
Thiopurine methyltransferase (TPMT) activity monitoring has been used to identify those patients treated with azathioprine and mercaptopurine having a higher risk of myelotoxicity. A trimodal distribution of inheritance of TPMT activity has been described, with most of the patients (about 90%) being of the wild type, approximately 10% being heterozygous, and less than 0.5% being homozygous deficient. Several studies have demonstrated a high concordance between genotype and phenotype classification of TPMT activity. A high correlation between the low TPMT activity genotype/phenotype classification and the risk of myelotoxicity has been reported. High activity homozygous patients (with normal TPMT activity) should receive an effective (high) dose; homozygous patients (with low TPMT activity) should not receive azathioprine, although sometimes a very low dose (10%-15% of standard dose) could be administered. In summary, TPMT activity monitoring may be considered an encouraging strategy to choose, in a more individualized and safer way, the thiopurine dose. However, TPMT deficiency phenotype or genotype explains a variable proportion of myelotoxicity cases, but in no way explains all episodes of bone marrow suppression. Therefore, systematic blood controls should be done in azathioprine-treated patients despite TPMT phenotype/genotype being normal.

Key words
Crohn's disease, ulcerative colitis, inflammatory bowel disease, azathioprine, mercaptopurine, thiopurine methyltransferase, TPMT

Artículo completo
Introducción

La azatioprina (AZA) y su metabolito mercaptopurina (MP) son análogos de las purinas con actividad inmunodepresora que se utilizan para el tratamiento de diversos procesos patógenos, entre los que se encuentra la enfermedad inflamatoria intestinal (EII) crónica.^1,2 La AZA se convierte en MP, que puede ser metabolizada mediante metilación a través de la tiopurina metiltransferasa (TPMT), oxidada gracias a la xantina oxidasa a ácido tioúrico, o catabolizada hacia nucleótidos de la 6-tioguanina (6-TGN) a través de la hipoxantina-guanina fosforribosil transferasa.

La dosis de AZA y MP se ajusta habitualmente en función del peso del paciente, con lo que se pretende alcanzar la mayor eficacia terapéutica y al mismo tiempo reducir la incidencia de efectos adversos, aunque esto no siempre se consigue. Se sugirieron diversas estrategias para monitorizar de forma individualizada y de modo más fiable la dosis de AZA/MP con la intención de identificar a los pacientes con riesgo de toxicidad por estos fármacos.^3-11 Entre estas estrategias se encuentra la determinación de los cambios en el volumen corpuscular medio, la confirmación de la inducción de una determinada leucopenia, la cuantificación de los 6-TGN y la monitorización de la actividad de la TPMT, habiéndose descrito esta última opción como la más prometedora.^3-11 La actividad de la enzima TPMT parece ser el factor más importante en la regulación de las concentraciones de los 6-TGN. Así, en los pacientes con baja actividad de la TPMT se observan elevadas concentraciones de estos metabolitos, mientras que en aquellos con alta actividad enzimática las concentraciones de los 6-TGN son bajas,^3-32 aunque no todos los estudios pudieron demostrar esta correlación inversa.^{12,14,30,32-39} A continuación se revisará, por tanto, el papel que desempeña la determinación de la actividad de la TPMT en la terapia individualizada con AZA o MP.


Distribución de la actividad de la TPMT en la población general

La farmacocinética de la AZA está sujeta a una importante variabilidad interindividual que se debe en gran parte a un significativo polimorfismo genético de la TPMT; se describieron dos alelos que codifican dos variantes enzimáticas, una de alta actividad y otra de baja actividad.⁴⁰ De este modo, desde el punto de vista genotípico, hace ya más de dos décadas que Weinshilboum y Sladek⁴¹ estudiaron una muestra aleatoria de población de aproximadamente 300 individuos y establecieron el siguiente modelo de distribución trimodal: el 88.6% eran homocigotos para el alelo de alta actividad (TPMT^HH), el 11.1% eran heterocigotos (TPMT^HL) y tan sólo el 0.3% eran homocigotos para el alelo de baja actividad (TPMT^LL).

Posteriormente, otros autores cuantificaron la actividad de esta enzima en función del genotipo del paciente^42,43 y encontraron los siguientes valores: sujetos homocigotos para el alelo de alta actividad (niveles altos, más de 13.8 U/ml hematíes), sujetos heterocigotos (niveles intermedios, entre 5 y 13.7 U/ml), y sujetos homocigotos para el alelo de baja actividad (niveles bajos, menos de 5 U/ml). Recientemente estudiamos la actividad de la TPMT en un grupo muy numeroso de pacientes españoles con EII.^44,45 Así, incluimos 7 046 pacientes con enfermedad de Crohn, colitis ulcerosa o colitis indeterminada, y la distribución de la actividad de la TPMT encontrada fue la siguiente: niveles bajos (< 5 U/ml) en el 0.5% de los casos, niveles intermedios en el 11.1% y niveles altos en el 88.4% de los casos.


Genotipo y actividad de la TPMT

Existen dos estrategias para identificar a los pacientes con deficiencia de TPMT: la medición de la actividad de esta enzima en los eritrocitos (es decir, el fenotipo) y la determinación de las diversas mutaciones presentes en el ADN celular (esto es, el genotipo). Diversos autores detectaron la presencia de mutaciones de la TPMT mediante la técnica de reacción en cadena de la polimerasa (PCR) y digestión con enzimas de restricción,^12,46-59 y algunos de ellos demostraron una correlación evidente entre dichas mutaciones y el riesgo de sufrir mielotoxicidad.^12,46-50 Numerosos estudios demostraron que existe una elevada concordancia entre la clasificación genotípica y fenotípica de la actividad de la TPMT, tan alta como del 97% al 98%,^47,60,61 o incluso del 100%,⁵⁰ en algunos casos, aunque otros autores comprobaron que estos resultados favorables sólo se observan en los pacientes homocigotos para el alelo de baja actividad de la TPMT, pero no en los heterocigotos.⁴³


Ventajas e inconvenientes de la determinación del fenotipo y del genotipo de la TPMT

Una ventaja teórica de la determinación del fenotipo es que éste podría traducir con más fidelidad la actividad real de la enzima, pues la manifestación fenotípica de un determinado genotipo no es siempre la misma sino que puede depender de diferentes variables como la edad, el sexo, la dieta, la presencia de insuficiencia renal o el tratamiento con algunos fármacos.^3,62-71 Así, por ejemplo, diversos tratamientos farmacológicos, algunos de ellos de uso frecuente en la EII, podrían incrementar la actividad de la TPMT.^14,72-74 Además, la determinación del genotipo permite únicamente clasificar los pacientes, como hemos visto, en tres grandes grupos (homocigotos TPMT^HH, heterocigotos TPMT^HL y homocigotos TPMT^LL), mientras que la cuantificación de la actividad enzimática podría permitir, en teoría, la individualización de la dosis de AZA/MP en cada paciente, incluso en aquellos con genotipo “normal” (homocigotos de alta actividad);⁷⁵ en este último grupo existe una notable variabilidad interindividual en la actividad de la TPMT y es posible que ello implique la necesidad de administrar dosis distintas de fármacos inmunodepresores. Por su parte, la determinación del genotipo de la TPMT tiene una serie de ventajas, como su sencillez (la automatización progresiva del diagnóstico molecular es ya una realidad), su rapidez (los resultados se obtienen en unas pocas horas) y el precio relativamente bajo de la técnica.^46,53,76 Además, puesto que el genotipo no varía en un determinado paciente, sólo necesita ser determinado una única vez. Finalmente, la medición de la actividad eritrocitaria de la TPMP (el fenotipo) puede presentar artefactos si el paciente recibió una transfusión de hematíes en las últimas semanas.^77,78


Actividad de la TPMT y riesgo de mielotoxicidad debida a AZA/MP

La leucopenia “crónica” es el efecto adverso más frecuentemente producido por la AZA y la MP, alteración analítica que aparece entre el 5% y el 25% de los pacientes que reciben este tratamiento.^13,79-81 Más raramente, la mielotoxicidad aparece como una forma más aguda y grave, generalmente de pancitopenia.^13,82,83

Diversos estudios pusieron de manifiesto una correlación entre el fenotipo o el genotipo de la TPMT y el riesgo de mielotoxicidad.^{11-13,27,28,39,42,43,48-50,64,65,76,84-91} De este modo, los pacientes homocigotos para el alelo de baja actividad de la TPMT tienen un riesgo aumentado de sufrir mielotoxicidad grave debido al exceso de acumulación de 6-TGN, consecuencia de que una cantidad mayor de MP es metabolizada por la ruta enzimática de la hipoxantina-guanina fosforribosil transferasa.^42,63 Por ejemplo, Colombel y col.⁶⁴ estudiaron un grupo de pacientes con enfermedad de Crohn que habían sufrido mielosupresión mientras recibían tratamiento con AZA o MP y encontraron que el 27% de ellos tenía un genotipo de TPMT asociado con una deficiencia enzimática. En otro estudio, de los 23 pacientes que habían sufrido toxicidad medular mientras recibían tratamiento con AZA o MP, seis tenían deficiencia completa de TPMT, y nueve, deficiencia parcial.⁴³ Dicho de otro modo, la probabilidad de padecer una deficiencia completa de TPMP o de ser heterocigoto para esta enzima es más de seis veces mayor entre los pacientes que han sufrido un episodio de mielosupresión en comparación con aquellos que han tolerado el tratamiento con AZA/MP sin problemas.⁴³ Otros autores describieron incidencias de mielotoxicidad de hasta el 100% en los sujetos homocigotos para el alelo de baja actividad, pero de tan sólo el 7% en aquellos con actividad enzimática normal.⁵⁰

No obstante, no todos los estudios coinciden en demostrar una estrecha correlación entre actividad de TPMT y riesgo de mielotoxicidad.^38,90,92-94 Así, recientemente evaluamos en nuestro medio si existía dicha correlación en los pacientes con EII tratados con AZA/MP.⁹⁵ No detectamos ningún paciente con niveles bajos (< 5 U/ml) de TPMT, el 9% tuvo niveles intermedios y en el 91% se hallaron niveles elevados. Se describieron efectos adversos en 13 de los 97 (13%) pacientes que recibían AZA/MP (neutropenia, 1%; pancitopenia, 3%). Ninguno de los pacientes con efectos adversos tuvo niveles de TPMP anormalmente bajos (< 5 U/ml), ni siquiera intermedios (entre 5 y 13.7 U/ml). No se hallaron diferencias al comparar los valores medios de TPMT entre los pacientes que sufrieron o no efectos secundarios, tanto en general como al considerar la mielotoxicidad en concreto. En un estudio posterior, evaluamos prospectivamente si la elección de la dosis de AZA/MP basada en la actividad de la TPMT era capaz de prevenir la aparición de mielotoxicidad en 131 pacientes con EII.⁹⁶ En coincidencia con nuestra experiencia previa, ningún paciente tuvo una actividad baja (< 5 U/ml) de TPMT. Entre los cuatro pacientes que presentaron afectos adversos hematológicos, uno tenía actividad de TPMT intermedia, mientras que tres tenían, incluso, niveles de actividad elevada.⁹⁶ En resumen, en los mencionados estudios no pudimos confirmar la utilidad de la determinación de la actividad de la TPMT para identificar los pacientes con EII y riesgo de mielotoxicidad debida a AZA/MP, lo que subraya la recomendación, como insistiremos más adelante, de efectuar controles analíticos periódicos a pesar de que dicha actividad enzimática sea normal.

El grado de déficit de actividad de la TPMT parece guardar relación con el período de tiempo transcurrido entre la administración del tratamiento con AZA/MP y la aparición de los efectos adversos hematológicos. Así, se describió que este período de latencia es corto (de aproximadamente 1.5 meses) en los pacientes homocigotos para el alelo de baja actividad, mientras que sería algo más prolongado en los heterocigotos y más aun en los homocigotos para el alelo de alta actividad.^13,64 De estos datos se deduce que la neutropenia que aparece precozmente tras haber comenzado el tratamiento, y que previamente era considerada como un efecto adverso de tipo idiosincrásico, es debida en muchos de los casos al déficit –fundamentalmente al déficit absoluto– de actividad de la TPMP. Por otra parte, la toxicidad medular tardía que aparece en los pacientes tratados con AZA/MP está relacionada posiblemente con otros factores distintos de la deficiencia de TPMT.


¿Cómo se puede ajustar la dosis de AZA/MP en función de la actividad de la TPMT?

Se sugirió que, de acuerdo con la actividad de la TPMT, se podría actuar básicamente de tres formas. Los pacientes con un genotipo homocigoto de alta actividad (o con actividad normal de la TPMT) deberían recibir dosis de inmunosupresores que hayan demostrado ser claramente eficaces; por ejemplo, en el caso de la EII, entre 2 y 3 mg/kg/día de AZA, y aproximadamente 1.5 mg/kg/día de MP.⁹⁷ En aquellos pacientes con genotipo heterocigoto o con actividad intermedia de la TPMT se podría reducir empíricamente la dosis inicial hasta aproximadamente el 50%, puesto que algunos estudios demostraron mayor riesgo de sufrir mielotoxicidad,⁹⁸ si bien esta recomendación no está en absoluto establecida. Finalmente, ante un paciente con un genotipo o fenotipo homocigoto de baja actividad de la TPMT se debería contraindicar el empleo de AZA y MP^64,76 o, en todo caso, sería obligado administrar dosis muy reducidas de estos fármacos (por ejemplo, un 10%-15% de la dosis estándar).^{43,50,63,97,99,100} En este sentido, algunos autores demostraron que a pesar de existir una deficiencia completa de TPMT es posible administrar finalmente tratamiento con AZA/MP, en dosis mínimas y bajo un estricto control clínico y analítico.^43,101


Interacción entre diversos fármacos y la actividad de la TPMT

Se describió que el propio tratamiento con AZA podría incrementar la actividad de la TPMT. No obstante, los investigadores que describieron la mencionada correlación entre tratamiento con AZA y niveles de TPMT lo hicieron fundamentalmente en pacientes con trasplante renal^65,102,103 o leucemia,^67,68 situaciones en las que se administra tratamiento concomitante con otros fármacos que podrían ser realmente los responsables de la inducción de la TPMT. Además, recientemente se demostró que la uremia en los pacientes sometidos a trasplante renal constituye un importante inductor de la actividad de la TPMT.¹⁰² Hasta el momento, únicamente un estudio evaluó la inducción de la actividad de la TPMT en controles sanos tras la administración de MP, sin poder demostrar efecto alguno.¹⁰⁴ Por último, diversos estudios farmacológicos realizados tanto in vitro como in vivo pusieron de manifiesto una inhibición de esta enzima y un incremento en los 6-TGN debidos al tratamiento con sulfasalazina o 5-aminosalicilatos, medicamentos de uso frecuente en la enfermedad inflamatoria intestinal.^{14,72-74,105-109} Sin embargo, en nuestra experiencia, los diversos fármacos empleados en el tratamiento de la EII, como los 5-aminosalicilatos o la AZA/MP, no parecen modificar de forma clínicamente relevante dicha actividad enzimática, al inducir únicamente cambios mínimos,⁹⁸ en coincidencia con los hallazgos descritos por otros autores, tanto in vitro,¹¹⁰ como in vivo.^{12,21,30,38,44,74,95,107,108,111-116}


¿Está indicado monitorizar la actividad de la TPMT en todos los pacientes que vayan a recibir tratamiento con AZA o MP?

Los resultados obtenidos en nuestro medio plantean dudas sobre si realmente está indicada la monitorización sistemática de la actividad de la TPMT en todos los enfermos que vayan a recibir tratamiento con AZA o MP. Sin embargo, los resultados más alentadores de otros estudios, que demuestran que el conocimiento de la actividad de la TPMP permite predecir con notable fiabilidad la aparición de efectos adversos hematológicos graves, argumentan a favor de la determinación rutinaria del genotipo o fenotipo de esta enzima en los pacientes que van a recibir tratamiento con AZA o MP.^{42,50,53,97,117} La decisión final dependerá en gran medida de la proporción de pacientes, no sólo homocigotos para el alelo de baja actividad (éstos representan habitualmente menos del 1% de la población) sino, y más importante, de la proporción de sujetos heterocigotos (ya que éstos constituyen aproximadamente el 10%, una cifra ya mucho más relevante).⁴¹ No obstante, es evidente que se precisan más estudios, no sólo clínicos sino también de costo-beneficio, para aclarar definitivamente esta cuestión. Así, es posible que el estudio de la actividad de la TPMT en todos los pacientes sea costo-efectiva si tenemos en cuenta lo oneroso del tratamiento de los pacientes con mielotoxicidad grave inducida por AZA,^49,76 aunque algún estudio no sugiere que esto sea así.⁹³ Por otra parte, es necesario confirmar si la determinación de la actividad de la TPMT permite ajustar con más precisión la dosis eficaz de AZA no sólo en los pacientes con déficit enzimático sino en todos los casos, y evaluar el consiguiente ahorro económico de esta estrategia. Por último, como en cualquier decisión médica, es preciso tener presente no sólo los condicionantes económicos, sino también, y fundamentalmente, los éticos. De este modo, si es posible llevar a cabo una determinación analítica que permita evaluar los riesgos de la AZA, o incluso utilizar una dosis completa más precozmente, parecería apropiado ofrecérsela al paciente, siempre que sus costos sean asumibles.


La monitorización de la actividad de la TPMT ¿evita la necesidad de realizar controles analíticos rutinarios?

Para responder a esta pregunta habría que platearse en primer lugar si el déficit de TPMT es responsable de todos los casos de mielotoxicidad o, por el contrario, existen otros factores que pueden desencadenar esta complicación. Diversos estudios demostraron que el fenotipo o el genotipo asociado con el déficit de TPMP explica un porcentaje variable de casos de mielotoxicidad, pero que en ningún caso llega siquiera a aproximarse al 100%.^{3-12,15-17,43,50,64,90,94} Por tanto, se podría concluir que diversos factores –algunos conocidos, ambientales o farmacológicos, y otros aún no identificados– no relacionados con la actividad de la TPMP pueden ser responsables de la mielotoxicidad producida por la AZA, por lo que los controles analíticos periódicos deben seguir realizándose en estos pacientes a pesar de que la función de esta enzima sea rigurosamente normal.

Bibliografía del artículo


1. Gisbert JP, Gomollón F, Maté J, Pajares JM. Questions and answers on the role of azathioprine and 6-mercaptopurine in the treatment of inflammatory bowel disease. Gastroenterol Hepatol 25:401-415, 2002.
2. Gisbert JP, Nino P, Cara C, Rodrigo L. Comparative effectiveness of azathioprine in Crohn's disease and ulcerative colitis: prospective, long-term, follow-up study of 394 patients. Aliment Pharmacol Ther 28:228-238, 2008.
3. Gisbert JP, Gomollón F, Maté J, Pajares JM. Individualized therapy with azathioprine or 6-mercaptopurine by monitoring thiopurine methyl-transferase (TPMT) activity. Rev Clin Esp 202:555-562, 2002.
4. Lennard L. TPMT in the treatment of Crohn's disease with azathioprine. Gut 51:143-146, 2002.
5. Dubinsky MC. Optimizing immunomodulator therapy for inflammatory bowel disease. Curr Gastroenterol Rep 5:506-511, 2003.
6. Seidman EG. Clinical use and practical application of TPMT enzyme and 6-mercaptopurine metabolite monitoring in IBD. Rev Gastroenterol Disord 3(Suppl.1):S30-38, 2003.
7. Sandborn WJ. Pharmacogenomics and IBD: TPMT and thiopurines. Inflamm Bowel Dis 10(Suppl.1):S35-37, 2004.
8. Aberra FN, Lichtenstein GR. Review article: monitoring of immunomodulators in inflammatory bowel disease. Aliment Pharmacol Ther 21:307-319, 2005.
9. Al Hadithy AF, De Boer NK, Derijks LJ, Escher JC, Mulder CJ, Brouwers JR. Thiopurines in inflammatory bowel disease: pharmacogenetics, therapeutic drug monitoring and clinical recommendations. Dig Liver Dis 37:282-297, 2005.
10. Coulthard S, Hogarth L. The thiopurines: An update. Invest New Drugs 2005.
11. Gearry RB, Barclay ML. Azathioprine and 6-mercaptopurine pharmacogenetics and metabolite monitoring in inflammatory bowel disease. J Gastroenterol Hepatol 20:1149-1157, 2005.
12. Dubinsky MC, Lamothe S, Yang HY, Targan SR, Sinnett D, Theoret Y, et al. Pharmacogenomics and metabolite measurement for 6-mercaptopurine therapy in inflammatory bowel disease. Gastroenterology 118:705-713, 2000.
13. Anstey A, Lennard L, Mayou SC, Kirby JD. Pancytopenia related to azathioprine--an enzyme deficiency caused by a common genetic polymorphism: a review. J R Soc Med 85:752-756, 1992.
14. Lowry PW, Franklin CL, Weaver AL, Pike MG, Mays DC, Tremaine WJ, et al. Measurement of thiopurine methyltransferase activity and azathioprine metabolites in patients with inflammatory bowel disease. Gut 49:665-670, 2001.
15. Bloomfeld RS, Onken JE. Mercaptopurine metabolite results in clinical gastroenterology practice. Aliment Pharmacol Ther 17:69-73, 2003.
16. Ho GT, Lees C, Satsangi J. Pharmacogenetics and inflammatory bowel disease: progress and prospects. Inflamm Bowel Dis 10:148-158, 2004.
17. Duley JA, Florin TH. Thiopurine therapies: problems, complexities, and progress with monitoring thioguanine nucleotides. Ther Drug Monit 27:647-654, 2005.
18. Lennard L, Brown CB, Fox M, Maddocks JL. Azathioprine metabolism in kidney transplant recipients. Br J Clin Pharmacol 18:693-700, 1984.
19. Lennard L. Assay of 6-thioinosinic acid and 6-thioguanine nucleotides, active metabolites of 6-mercaptopurine, in human red blood cells. J Chromatogr 423:169-178, 1987.
20. Lennard L, Lilleyman JS. Variable mercaptopurine metabolism and treatment outcome in childhood lymphoblastic leukemia. J Clin Oncol 7:1816-1823, 1989.
21. Cuffari C, Theoret Y, Latour S, Seidman G. 6-Mercaptopurine metabolism in Crohn's disease: correlation with efficacy and toxicity. Gut 39:401-406, 1996.
22. Cuffari C, Hunt S, Bayless T. Utilisation of erythrocyte 6-thioguanine metabolite levels to optimise azathioprine therapy in patients with inflammatory bowel disease. Gut 48:642-646, 2001.
23. Lilleyman JS, Lennard L. Mercaptopurine metabolism and risk of relapse in childhood lymphoblastic leukaemia. Lancet 343:1188-1190, 1994.
24. Bergan S, Rugstad HE, Bentdal O, Sodal G, Hartmann A, Leivestad T, et al. Monitored high-dose azathioprine treatment reduces acute rejection episodes after renal transplantation. Transplantation 66:334-339, 1998.
25. Schutz E, Gummert J, Armstrong VW, Mohr FW, Oellerich M. Azathioprine pharmacogenetics: the relationship between 6-thioguanine nucleotides and thiopurine methyltransferase in patients after heart and kidney transplantation. Eur J Clin Chem Clin Biochem 34:199-205, 1996.
26. Decaux G, Prospert F, Horsmans Y, Desager JP. Relationship between red cell mean corpuscular volume and 6-thioguanine nucleotides in patients treated with azathioprine. J Lab Clin Med 135:256-262, 2000.
27. Lennard L, Van Loon JA, Weinshilboum RM. Pharmacogenetics of acute azathioprine toxicity: relationship to thiopurine methyltransferase genetic polymorphism. Clin Pharmacol Ther 46:149-154, 1989.
28. Sandborn WJ, Faubion WA. Clinical pharmacology of inflammatory bowel disease therapies. Curr Gastroenterol Rep 2:440-445, 2000.
29. Dervieux T, Meyer G, Barham R, Matsutani M, Barry M, Boulieu R, et al. Liquid chromatography-tandem mass spectrometry analysis of erythrocyte thiopurine nucleotides and effect of thiopurine methyltransferase gene variants on these metabolites in patients receiving azathioprine/6-mercaptopurine therapy. Clin Chem 51:2074-2084, 2005.
30. Hindorf U, Lyrenas E, Nilsson A, Schmiegelow K. Monitoring of long-term thiopurine therapy among adults with inflammatory bowel disease. Scand J Gastroenterol 39:1105-1112, 2004.
31. Cuffari C, Dassopoulos T, Turnbough L, Thompson RE, Bayless TM. Thiopurine methyltransferase activity influences clinical response to azathioprine in inflammatory bowel disease. Clin Gastroenterol Hepatol 2:410-417, 2004.
32. Derijks LJ, Gilissen LP, Engels LG, Bos LP, Bus PJ, Lohman JJ, et al. Pharmacokinetics of 6-mercaptopurine in patients with inflammatory bowel disease: implications for therapy. Ther Drug Monit 26:311-318, 2004.
33. Bergan S, Rugstad HE, Klemetsdal B, Giverhaug T, Bentdal O, Sodal G, et al. Possibilities for therapeutic drug monitoring of azathioprine: 6- thioguanine nucleotide concentrations and thiopurine methyltransferase activity in red blood cells. Ther Drug Monit 19:318-326, 1997.
34. Belaiche J, Desager JP, Horsmans Y, Louis E. Therapeutic drug monitoring of azathioprine and 6-mercaptopurine metabolites in Crohn disease. Scand J Gastroenterol 36:71-76, 2001.
35. Paerregaard A, Schmiegelow K. Monitoring azathioprine metabolite levels and thiopurine methyl transferase (TPMT) activity in children with inflammatory bowel disease. Scand J Gastroenterol 37:371-372, 2002.
36. Gupta P, Gokhale R, Kirschner BS. 6-mercaptopurine metabolite levels in children with inflammatory bowel disease. J Pediatr Gastroenterol Nutr 33:450-454, 2001.
37. Pettersson B, Almer S, Albertioni F, Soderhall S, Peterson C. Differences between children and adults in thiopurine methyltransferase activity and metabolite formation during thiopurine therapy: possible role of concomitant methotrexate. Ther Drug Monit 24:351-358, 2002.
38. Reuther LO, Sonne J, Larsen NE, Larsen B, Christensen S, Rasmussen SN, et al. Pharmacological monitoring of azathioprine therapy. Scand J Gastroenterol 38:972-977, 2003.
39. Ansari A, Hassan C, Duley J, Marinaki A, Shobowale-Bakre EM, Seed P, et al. Thiopurine methyltransferase activity and the use of azathioprine in inflammatory bowel disease. Aliment Pharmacol Ther 16:1743-1750, 2002.
40. Lennard L. Therapeutic drug monitoring of antimetabolic cytotoxic drugs. Br J Clin Pharmacol 47:131-143, 1999.
41. Weinshilboum RM, Sladek SL. Mercaptopurine pharmacogenetics: monogenic inheritance of erythrocyte thiopurine methyltransferase activity. Am J Hum Genet 32:651-662, 1980.
42. Snow JL, Gibson LE. The role of genetic variation in thiopurine methyltransferase activity and the efficacy and/or side effects of azathioprine therapy in dermatologic patients. Arch Dermatol 131:193-197, 1995.
43. Evans WE, Hon YY, Bomgaars L, Coutre S, Holdsworth M, Janco R, et al. Preponderance of thiopurine S-methyltransferase deficiency and heterozygosity among patients intolerant to mercaptopurine or azathioprine. J Clin Oncol 19:2293-2301, 2001.
44. Gisbert JP, Gomollón F, Cara C, Luna M, González-Lama Y, Pajares JM, et al. Thiopurine methyltransferase activity in inflammatory bowel disease. A study on 7046 Spanish patients. Med Clin (Barc) 125:281-285, 2005.
45. Gisbert JP, Gomollón F, Cara C, Luna M, González-Lama Y, Pajares JM, et al. Thiopurine methyltransferase activity in Spain: a study of 14,545 patients. Dig Dis Sci 52:1262-1269, 2007.
46. Krynetski EY, Evans WE. Pharmacogenetics as a molecular basis for individualized drug therapy: the thiopurine S-methyltransferase paradigm. Pharm Res 16:342-349, 1999.
47. Yates CR, Krynetski EY, Loennechen T, Fessing MY, Tai HL, Pui CH, et al. Molecular diagnosis of thiopurine S-methyltransferase deficiency: genetic basis for azathioprine and mercaptopurine intolerance. Ann Intern Med 126:608-614, 1997.
48. Corominas H, Domenech M, González-Juan D, González-Suárez B, Díaz C, Pujol J, et al. Aplasia medular tras administración de azatioprina: papel del polimorfismo genético de la tiopurina metiltransferasa. Med Clin (Barc) 115:299-301, 2000.
49. Black AJ, McLeod HL, Capell HA, Powrie RH, Matowe LK, Pritchard SC, et al. Thiopurine methyltransferase genotype predicts therapy-limiting severe toxicity from azathioprine. Ann Intern Med 129:716-718, 1988.
50. Relling MV, Hancock ML, Rivera GK, Sandlund JT, Ribeiro RC, Krynetski EY, et al. Mercaptopurine therapy intolerance and heterozygosity at the thiopurine S-methyltransferase gene locus. J Natl Cancer Inst 91:2001-2008, 1999.
51. Reuther LO, Sonne J, Larsen N, Dahlerup JF, Thomsen OO, Schmiegelow K. Thiopurine methyltransferase genotype distribution in patients with Crohn's disease. Aliment Pharmacol Ther 17:65-68, 2003.
52. McLeod HL, Siva C. The thiopurine S-methyltransferase gene locus -- implications for clinical pharmacogenomics. Pharmacogenomics 3:89-98, 2002.
53. Corominas H, Domenech M, González D, Díaz C, Roca M, García-González MA, et al. Allelic variants of the thiopurine S-methyltransferase deficiency in patients with ulcerative colitis and in healthy controls. Am J Gastroenterol 95:2313-2317, 2000.
54. Otterness D, Szumlanski C, Lennard L, Klemetsdal B, Aarbakke J, Park-Hah JO, et al. Human thiopurine methyltransferase pharmacogenetics: gene sequence polymorphisms. Clin Pharmacol Ther 62:60-73, 1997.
55. Lindqvist M, Haglund S, Almer S, Peterson C, Taipalensu J, Hertervig E, et al. Identification of two novel sequence variants affecting thiopurine methyltransferase enzyme activity. Pharmacogenetics 14:261-265, 2004.
56. Haglund S, Lindqvist M, Almer S, Peterson C, Taipalensuu J. Pyrosequencing of TPMT alleles in a general Swedish population and in patients with inflammatory bowel disease. Clin Chem 50:288-295, 2004.
57. Mascheretti S, Schreiber S. Genetic testing in crohn disease: utility in individualizing patient management. Am J Pharmacogenomics 5:213-222, 2005.
58. Schaeffeler E, Fischer C, Brockmeier D, Wernet D, Moerike K, Eichelbaum M, et al. Comprehensive analysis of thiopurine S-methyltransferase phenotype-genotype correlation in a large population of German-Caucasians and identification of novel TPMT variants. Pharmacogenetics 14:407-417, 2004.
59. Coulthard SA, Hall AG. Recent advances in the pharmacogenomics of thiopurine methyltransferase. Pharmacogenomics J 1:254-261, 2001.
60. Rossi AM, Bianchi M, Guarnieri C, Barale R, Pacifici GM. Genotype-phenotype correlation for thiopurine S-methyltransferase in healthy Italian subjects. Eur J Clin Pharmacol 57:51-54, 2001.
61. Chrzanowska M, Kurzawski M, Drozdzik M, Mazik M, Oko A, Czekalski S. Thiopurine S-methyltransferase phenotype-genotype correlation in hemodialyzed patients. Pharmacol Rep 58:973-978, 2006.
62. Szumlanski CL, Honchel R, Scott MC, Weinshilboum RM. Human liver thiopurine methyltransferase pharmacogenetics: biochemical properties, liver-erythrocyte correlation and presence of isozymes. Pharmacogenetics 2:148-159, 1992.
63. Vesell ES. Therapeutic lessons from pharmacogenetics. Ann Intern Med 126:653-655, 1997.
64. Colombel JF, Ferrari N, Debuysere H, Marteau P, Gendre JP, Bonaz B, et al. Genotypic analysis of thiopurine S-methyltransferase in patients with Crohn's disease and severe myelosuppression during azathioprine therapy. Gastroenterology 118:1025-1030, 2000.
65. Chocair PR, Duley JA, Simmonds HA, Cameron JS. The importance of thiopurine methyltransferase activity for the use of azathioprine in transplant recipients. Transplantation 53:1051-1056, 1992.
66. Pazmino PA, Sladek SL, Weinshilboum RM. Thiol S-methylation in uremia: erythrocyte enzyme activities and plasma inhibitors. Clin Pharmacol Ther 28:356-367, 1980.
67. Lennard L, Van Loon JA, Lilleyman JS, Weinshilboum RM. Thiopurine pharmacogenetics in leukemia: correlation of erythrocyte thiopurine methyltransferase activity and 6-thioguanine nucleotide concentrations. Clin Pharmacol Ther 41:18-25, 1987.
68. Lennard L, Lilleyman JS, Van Loon J, Weinshilboum RM. Genetic variation in response to 6-mercaptopurine for childhood acute lymphoblastic leukaemia. Lancet 336:225-229, 1990.
69. McLeod HL, Relling MV, Liu Q, Pui CH, Evans WE. Polymorphic thiopurine methyltransferase in erythrocytes is indicative of activity in leukemic blasts from children with acute lymphoblastic leukemia. Blood 85:1897-1902, 1995.
70. Klemetsdal B, Straume B, Wist E, Aarbakke J. Identification of factors regulating thiopurine methyltransferase activity in a Norwegian population. Eur J Clin Pharmacol 44:147-152, 1993.
71. Pacifici GM, Romiti P, Giuliani L, Rane A. Thiopurine methyltransferase in humans: development and tissue distribution. Dev Pharmacol Ther 17:16-23, 1991.
72. Szumlanski CL, Weinshilboum RM. Sulphasalazine inhibition of thiopurine methyltransferase: possible mechanism for interaction with 6-mercaptopurine and azathioprine. Br J Clin Pharmacol 39:456-459, 1995.
73. Lewis LD, Benin A, Szumlanski CL, Otterness DM, Lennard L, Weinshilboum RM, et al. Olsalazine and 6-mercaptopurine-related bone marrow suppression: a possible drug-drug interaction. Clin Pharmacol Ther 62:464-475, 1997.
74. Lowry PW, Franklin CL, Weaver AL, Szumlanski CL, Mays DC, Loftus EV, et al. Leucopenia resulting from a drug interaction between azathioprine or 6-mercaptopurine and mesalamine, sulphasalazine, or balsalazide. Gut 49:656-664, 2001.
75. Balis FM, Adamson PC. Application of pharmacogenetics to optimization of mercaptopurine dosing. J Natl Cancer Inst 91:1983-1985, 1999.
76. Tavadia SM, Mydlarski PR, Reis MD, Mittmann N, Pinkerton PH, Shear N, et al. Screening for azathioprine toxicity: a pharmacoeconomic analysis based on a target case. J Am Acad Dermatol 42:628-632, 2000.
77. Schwab M, Schaeffeler W, Marx C, Zanger U, Aulitzky W, Eichelbaum M. Shortcoming in the diagnosis of TPMT deficiency in a patient with Crohn's disease using phenotyping only. Gastroenterology 121:500-501, 2001.
78. Cheung ST, Allan RN. Mistaken identity: misclassification of TPMT phenotype following blood transfusion. Eur J Gastroenterol Hepatol 15:1245-1247, 2003.
79. Lorenzen I, Brun C, Videbaek A. Treatment of immunologic diseases with cytostatics. Acta Med Scand 185:501-506, 1969.
80. Ginzler E, Sharon E, Diamond H, Kaplan D. Long-term maintenance therapy with azathioprine in systemic lupus erythematosus. Arthritis Rheum 18:27-34, 1975.
81. Mertens HG, Hertel G, Reuther P, Ricker K. Effect of immunosuppressive drugs (azathioprine). Ann N Y Acad Sci 377:691-699, 1981.
82. Present DH, Meltzer SJ, Krumholz MP, Wolke A, Korelitz BI. 6-Mercaptopurine in the management of inflammatory bowel disease: short- and long-term toxicity. Ann Intern Med 111:641-649, 1989.
83. Connell WR, Kamm MA, Ritchie JK, Lennard-Jones JE. Bone marrow toxicity caused by azathioprine in inflammatory bowel disease: 27 years of experience. Gut 34:1081-1085, 1993.
84. Ishioka S, Hiyama K, Sato H, Yamanishi Y, McLeod HL, Kumagai K, et al. Thiopurine methyltransferase genotype and the toxicity of azathioprine in Japanese. Intern Med 38:944-947, 1999.
85. Andersen JB, Szumlanski C, Weinshilboum RM, Schmiegelow K. Pharmacokinetics, dose adjustments, and 6-mercaptopurine/methotrexate drug interactions in two patients with thiopurine methyltransferase deficiency. Acta Paediatr 87:108-111, 1998.
86. Leipold G, Schutz E, Haas JP, Oellerich M. Azathioprine-induced severe pancytopenia due to a homozygous two-point mutation of the thiopurine methyltransferase gene in a patient with juvenile HLA-B27-associated spondylarthritis. Arthritis Rheum 40:1896-1898, 1997.
87. Gummert JF, Schutz E, Oellerich M, Mohr FW, Dalichau H. Monitoring of TPMT in heart transplant recipients under immunosuppressive therapy with azathioprine. Artif Organs 19:918-920, 1995.
88. Ben Ari Z, Mehta A, Lennard L, Burroughs AK. Azathioprine-induced myelosuppression due to thiopurine methyltransferase deficiency in a patient with autoimmune hepatitis. J Hepatol 23:351-354, 1995.
89. Kerstens PJ, Stolk JN, De Abreu RA, Lambooy LH, Van de Putte LB, Boerbooms AA. Azathioprine-related bone marrow toxicity and low activities of purine enzymes in patients with rheumatoid arthritis. Arthritis Rheum 38:142-145, 1995.
90. Naughton MA, Battaglia E, O'Brien S, Walport MJ, Botto M. Identification of thiopurine methyltransferase (TPMT) polymorphisms cannot predict myelosuppression in systemic lupus erythematosus patients taking azathioprine. Rheumatology (Oxford) 38:640-644, 1999.
91. Schwab M, Schaffeler E, Marx C, Fischer C, Lang T, Behrens C, et al. Azathioprine therapy and adverse drug reactions in patients with inflammatory bowel disease: impact of thiopurine S-methyltransferase polymorphism. Pharmacogenetics 12:429-436, 2002.
92. Gearry RB, Barclay ML, Burt MJ, Collett JA, Chapman BA, Roberts RL, et al. Thiopurine S-methyltransferase (TPMT) genotype does not predict adverse drug reactions to thiopurine drugs in patients with inflammatory bowel disease. Aliment Pharmacol Ther 18:395-400, 2003.
93. Sayani FA, Prosser C, Bailey RJ, Jacobs P, Fedorak RN. Thiopurine methyltransferase enzyme activity determination before treatment of inflammatory bowel disease with azathioprine: effect on cost and adverse events. Can J Gastroenterol 19:147-151, 2005.
94. Kader HA, Wenner WJ Jr., Telega GW, Maller ES, Baldassano RN. Normal thiopurine methyltransferase levels do not eliminate 6- mercaptopurine or azathioprine toxicity in children with inflammatory bowel disease. J Clin Gastroenterol 30:409-413, 2000.
95. Gisbert JP, Luna M, Maté J, González-Guijarro L, Cara C, Pajares JM. Thiopurine methyltransferase activity and myelosuppression in inflammatory bowel disease patients treated with azathioprine and 6-mercaptopurine. Med Clin (Barc) 121:1-5, 2003.
96. Gisbert JP, Luna M, Maté J, González-Guijarro L, Cara C, Pajares JM. Choice of azathioprine or 6-mercaptopurine dose based on thiopurine methyltransferase (TPMT) activity to avoid myelosuppression. A prospective study. Hepatogastroenterology 53:399-404, 2006.
97. Sandborn WJ. Rational dosing of azathioprine and 6-mercaptopurine. Gut 48:591-592, 2001.
98. Gisbert JP, Nino P, Rodrigo L, Cara C, Guijarro LG. Thiopurine methyltransferase (TPMT) activity and adverse effects of azathioprine in inflammatory bowel disease: long-term follow-up study of 394 patients. Am J Gastroenterol 101:2769-2776, 2006.
99. Evans WE, Horner M, Chu YQ, Kalwinsky D, Roberts WM. Altered mercaptopurine metabolism, toxic effects, and dosage requirement in a thiopurine methyltransferase-deficient child with acute lymphocytic leukemia. J Pediatr 119:985-989, 1991.
100. Lennard L, Lewis IJ, Michelagnoli M, Lilleyman JS. Thiopurine methyltransferase deficiency in childhood lymphoblastic leukaemia: 6-mercaptopurine dosage strategies. Med Pediatr Oncol 29:252-255, 1997.
101. Kaskas BA, Louis E, Hindorf U, Schaeffeler E, Deflandre J, Graepler F, et al. Safe treatment of thiopurine S-methyltransferase deficient Crohn's disease patients with azathioprine. Gut 52:140-142, 2003.
102. Weyer N, Kroplin T, Fricke L, Iven H. Human thiopurine S-methyltransferase activity in uremia and after renal transplantation. Eur J Clin Pharmacol 57:129-136, 2001.
103. Mircheva J, Legendre C, Soria-Royer C, Thervet E, Beaune P, Kreis H. Monitoring of azathioprine-induced immunosuppression with thiopurine methyltransferase activity in kidney transplant recipients. Transplantation 60:639-642, 1995.
104. Keuzenkamp-Jansen CW, Leegwater PA, De Abreu RA, Lambooy MA, Bokkerink JP, Trijbels JM. Thiopurine methyltransferase: a review and a clinical pilot study. J Chromatogr B Biomed Appl 678:15-22, 1996.
105. Lowry PW, Szumlanski CL, Weinshilboum RM, Sandborn WJ. Balsalazide and azathiprine or 6-mercaptopurine: evidence for a potentially serious drug interaction. Gastroenterology 116:1505-1506, 1999.
106. Schwab M, Klotz U. Pharmacokinetic considerations in the treatment of inflammatory bowel disease. Clin Pharmacokinet 40:723-751, 2001.
107. Gilissen LP, Bierau J, Derijks LJ, Bos LP, Hooymans PM, van Gennip A, et al. The pharmacokinetic effect of discontinuation of mesalazine on mercaptopurine metabolite levels in inflammatory bowel disease patients. Aliment Pharmacol Ther 22:605-611, 2005.
108. Dewit O, Vanheuverzwyn R, Desager JP, Horsmans Y. Interaction between azathioprine and aminosalicylates: an in vivo study in patients with Crohn's disease. Aliment Pharmacol Ther 16:79-85, 2002.
109. Hande S, Wilson-Rich N, Bousvaros A, Zholudev A, Maurer R, Banks P, et al. 5-aminosalicylate therapy is associated with higher 6-thioguanine levels in adults and children with inflammatory bowel disease in remission on 6-mercaptopurine or azathioprine. Inflamm Bowel Dis 12:251-257, 2006.
110. Campbell S, Ghosh S. Effective maintenance of inflammatory bowel disease remission by azathioprine does not require concurrent 5-aminosalicylate therapy. Eur J Gastroenterol Hepatol 13:1297-1301, 2001.
111. Campbell S, Kingstone K, Ghosh S. Relevance of thiopurine methyltransferase activity in inflammatory bowel disease patients maintained on low-dose azathioprine. Aliment Pharmacol Ther 16:389-398, 2002.
112. Dubinsky MC, Yang H, Hassard PV, Seidman EG, Kam LY, Abreu MT, et al. 6-MP metabolite profiles provide a biochemical explanation for 6-MP resistance in patients with inflammatory bowel disease. Gastroenterology 122:904-915, 2002.
113. Menor C, Fueyo J, Escribano O, Pina MJ, Redondo P, Cara C, et al. Thiopurine methyltransferase activity in a spanish population sample: decrease of enzymatic activity in multiple sclerosis patients. Mult Scler 8:243-248, 2002.
114. Wright S, Sanders DS, Lobo AJ, Lennard L. Clinical significance of azathioprine active metabolite concentrations in inflammatory bowel disease. Gut 53:1123-1128, 2004.
115. Mardini HE, Arnold GL. Utility of measuring 6-methylmercaptopurine and 6-thioguanine nucleotide levels in managing inflammatory bowel disease patients treated with 6-mercaptopurine in a clinical practice setting. J Clin Gastroenterol 36:390-395, 2003.
116. Dilger K, Schaeffeler E, Lukas M, Strauch U, Herfarth H, Muller R, et al. Monitoring of thiopurine methyltransferase activity in postsurgical patients with Crohn's disease during 1 year of treatment with azathioprine or mesalazine. Ther Drug Monit 29:1-5, 2007.
117. Regueiro M, Mardini H. Determination of thiopurine methyltransferase genotype or phenotype optimizes initial dosing of azathioprine for the treatment of Crohn's disease. J Clin Gastroenterol 35:240-244, 2002.